# Bactérie bioluminescente

# Bactérie bioluminescente : Littérature et paramètres de culture.

Pour étudier la bactérie bioluminescente, je me suis plongé dans le livre de Raphaël Dubois "la lumière et la vie". On nous apprend que la bactérie bioluminescente du genre photobacterium a des conditions de croissance particulière :

- La T°C : En effet, nous savons qu'à 12°C la température du photobacterium est optimale, à 20°C la bactérie se multiplie bien, entre 30°C et 50°C la bactérie ne se multiplie pas.
- Le pH: le pH doit être légèrement alcalin ( pH=7,5). quand le pH est acide, la bioluminescence de la bactérie disparait. Nous pouvons le tester en ajouter de l'acide sulfurique.
- La bactérie se développe en aérobie. en présence de gaz neutre tel que l'azote ou l'hydrogène, la bioluminescence persiste mais finit par disparaitre.

D'après la littérature, il n'y a pas de corrélation entre la bioluminescence et la croissance de la bactérie. Ce n'est pas parce que la bactérie n'émet pas de bioluminescence qu'elle ne se multiplie pas.

Nous avons travaillé avec la souche rattail dans un milieu préparé par un laboratoire partenaire.

<table border="1" id="bkmrk-ingr%C3%A9dient%C2%A0-quantit%C3%A9" style="border-collapse: collapse; width: 100%; height: 208.578px;"><colgroup><col style="width: 33.3333%;"></col><col style="width: 33.3333%;"></col><col style="width: 33.3333%;"></col></colgroup><tbody><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">**Ingrédient** </td><td style="height: 29.7969px;">**Quantité**</td><td style="height: 29.7969px;">**Unité**</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">Eau distillée</td><td style="height: 29.7969px;">1000</td><td style="height: 29.7969px;">mL</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">Sel marin </td><td style="height: 29.7969px;">30</td><td style="height: 29.7969px;">g</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">Levure</td><td style="height: 29.7969px;">3</td><td style="height: 29.7969px;">g</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">Glycérol</td><td style="height: 29.7969px;">3</td><td style="height: 29.7969px;">mL</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">Agar </td><td style="height: 29.7969px;">15</td><td style="height: 29.7969px;">g</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">Asparagine</td><td style="height: 29.7969px;">10</td><td style="height: 29.7969px;">g</td></tr></tbody></table>

Dans la littérature, le milieu utilisé pour la culture des photobactéries est différent en terme de concentration pour le glycérol (1%) para rapport à notre milieu (0,3%). De plus, les levures sont remplacés par le phosphate de potassium.

<table border="1" id="bkmrk-ingr%C3%A9dient%C2%A0-quantit%C3%A9-1" style="border-collapse: collapse; width: 100%; height: 178.781px;"><colgroup><col style="width: 33.3745%;"></col><col style="width: 33.3745%;"></col><col style="width: 33.3745%;"></col></colgroup><tbody><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">**Ingrédient** </td><td style="height: 29.7969px;">**Quantité**</td><td style="height: 29.7969px;">**Unité**</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">Eau commune</td><td style="height: 29.7969px;">1000 </td><td style="height: 29.7969px;">mL</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">Sel marin</td><td style="height: 29.7969px;">30</td><td style="height: 29.7969px;">g</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">Glycérol</td><td style="height: 29.7969px;">10</td><td style="height: 29.7969px;">mL</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">Phosphate de potassium </td><td style="height: 29.7969px;">0,01</td><td style="height: 29.7969px;">g</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">Asparagine</td><td style="height: 29.7969px;">10</td><td style="height: 29.7969px;">g</td></tr></tbody></table>

Sur la souche qu'on veut travailler, on veut vérifier différents paramètres de culture :

- La concentration en asparagine ( de 0,1% à 1%)
- Le sel utilisé (sel marin ou NaCl).
- La concentration de glycérol ( 0,3% et 1%).
- Remplacer la levure par le phosphate de potassium.

Le genre ***Photobacterium*** regroupe des bactéries **gram-négatives**, souvent **marines**, certaines **bioluminescentes**, et appartenant à la famille des **Vibrionaceae**. Elles sont largement utilisées dans la recherche, notamment pour leurs propriétés lumineuses (*ex: Photobacterium phosphoreum, Photobacterium leiognathi*).

### Conditions générales de culture

<div class="_tableContainer_16hzy_1" id="bkmrk-param%C3%A8tre-d%C3%A9tail-typ"><div class="_tableWrapper_16hzy_14 group flex w-fit flex-col-reverse" tabindex="-1"><table class="w-fit min-w-(--thread-content-width)" data-end="929" data-start="479"><thead data-end="501" data-start="479"><tr data-end="501" data-start="479"><th data-col-size="sm" data-end="491" data-start="479">Paramètre</th><th data-col-size="md" data-end="501" data-start="491">Détail</th></tr></thead><tbody data-end="929" data-start="524"><tr data-end="608" data-start="524"><td data-col-size="sm" data-end="535" data-start="524">**Type**</td><td data-col-size="md" data-end="608" data-start="535">Bactérie aérobie ou microaérophile, parfois facultativement anaérobie</td></tr><tr data-end="723" data-start="609"><td data-col-size="sm" data-end="636" data-start="609">**Température optimale**</td><td data-col-size="md" data-end="723" data-start="636">20–30 °C (en général, mésophile, mais certaines espèces marines préfèrent 15–25 °C)</td></tr><tr data-end="754" data-start="724"><td data-col-size="sm" data-end="741" data-start="724">**pH optimal**</td><td data-col-size="md" data-end="754" data-start="741">7,0 – 8,5</td></tr><tr data-end="865" data-start="755"><td data-col-size="sm" data-end="770" data-start="755">**Salinité**</td><td data-col-size="md" data-end="865" data-start="770">Environnement **marin ou légèrement salin** nécessaire : 2–3 % NaCl (souvent indispensable)</td></tr><tr data-end="929" data-start="866"><td data-col-size="sm" data-end="880" data-start="866">**Oxygène**</td><td data-col-size="md" data-end="929" data-start="880">Aérobie stricte ou facultative selon l'espèce</td></tr></tbody></table>

<div class="sticky end-(--thread-content-margin) h-0 self-end select-none"><div class="absolute end-0 flex items-end">  
</div></div></div></div>### Milieu solide

**Milieux adaptés :**

<div class="_tableContainer_16hzy_1" id="bkmrk-marine-agar-%28zobell-"><div class="_tableWrapper_16hzy_14 group flex w-fit flex-col-reverse" tabindex="-1"><div class="sticky end-(--thread-content-margin) h-0 self-end select-none"><div class="absolute end-0 flex items-end">- **Marine Agar** (Zobell 2216E) : standard pour bactéries marines.
- **TSA (Tryptic Soy Agar) + 2–3 % NaCl** : milieu enrichi et modulable.
- **LB Agar + 2–3 % NaCl** : bon pour croissance générale, moins exigeant.

</div></div></div></div>**Conditions :**

<div class="_tableContainer_16hzy_1" id="bkmrk-incubation-%C3%A0-20%E2%80%9330%E2%80%AF%C2%B0"><div class="_tableWrapper_16hzy_14 group flex w-fit flex-col-reverse" tabindex="-1"><div class="sticky end-(--thread-content-margin) h-0 self-end select-none"><div class="absolute end-0 flex items-end">- Incubation à 20–30 °C.
- 24 à 48 h pour développement visible.
- Certaines espèces **bioluminescentes** nécessitent une observation à l’obscurité.

</div></div></div></div>### Milieu liquide

**Milieux recommandés :**

- **Marine Broth** (Zobell 2216E liquide) ou LB Broth + NaCl.
- Ajouter 2–3 % NaCl pour imiter l’eau de mer.
- Pour des cultures à long terme ou croissance rapide : agitation modérée (150–200 rpm).

**Conditions :**

- Incubation à 20–30 °C.
- Agitation pour aération (pour espèces aérobies).
- Suivi de croissance possible par turbidimétrie (OD600).

**Bibliographie:**

1

Milieu solide

[https://www.atcc.org/](https://www.atcc.org/)

2

Milieu liquide

[https://www.ncbi.nlm.nih.gov/](https://www.ncbi.nlm.nih.gov/)<span style="font-size: small;">3 <span style="color: rgb(224, 62, 45);">BACTERIE PHOSPHOREUM</span></span>

<span style="font-size: small;">Titre: OPTIMUM CULTURAL CONDITIONS FOR STRONG LIGHT PRODUCTION BY PHOTOBACTERIUM PHOSPHOREUM NOBUYOSHI MAKIGUCHI, MASANOBU ARITA, AND YOSHIYUKI ASAI </span>

<span style="font-size: small; color: rgb(0, 0, 0);">[Source: ](https://www.jstage.jst.go.jp/article/jgam1955/26/2/26_2_75/_pdf/-char/ja)</span><span style="font-size: small;">[https://www.jstage.jst.go.jp/article/jgam1955/26/2/26\_2\_75/\_pdf/-char/ja](https://www.jstage.jst.go.jp/article/jgam1955/26/2/26_2_75/_pdf/-char/ja) =&gt;Voir l'effet de la variation de certains paramètres sur la bioluminescence des bactéries Photobacterium phosphoreum MT-10201 isolé d'un organe lumineux d'un poisson Physiculus japonicus (pH, température, NaCl...).</span>

<span style="font-size: small;">Voici le milieu "optimal" selon cet article.</span>

<table border="1" id="bkmrk-ingr%C3%A9dient%C2%A0-quantit%C3%A9-2" style="border-collapse: collapse; width: 100%; height: 177.134px;"><colgroup><col style="width: 33.3111%;"></col><col style="width: 33.3111%;"></col><col style="width: 33.3111%;"></col></colgroup><tbody><tr style="height: 29.8px;"><td style="height: 29.8px;">**Ingrédient** </td><td style="height: 29.8px;">**Quantité**</td><td style="height: 29.8px;">**Unité**</td></tr><tr style="height: 29.4667px;"><td style="height: 29.4667px;">Eau distillé</td><td style="height: 29.4667px;">1000</td><td style="height: 29.4667px;">mL</td></tr><tr style="height: 29.4667px;"><td style="height: 29.4667px;">Glycérol</td><td style="height: 29.4667px;">1</td><td style="height: 29.4667px;">g</td></tr><tr style="height: 29.4667px;"><td style="height: 29.4667px;">Polypepton</td><td style="height: 29.4667px;">10</td><td style="height: 29.4667px;">g</td></tr><tr style="height: 29.4667px;"><td style="height: 29.4667px;">Extrait de viande</td><td style="height: 29.4667px;">3</td><td style="height: 29.4667px;">g</td></tr><tr style="height: 29.4667px;"><td style="height: 29.4667px;">NaCl</td><td style="height: 29.4667px;">30</td><td style="height: 29.4667px;">g</td></tr><tr><td>Agar</td><td>15</td><td>g</td></tr><tr><td>pH</td><td>7,3</td><td>  
</td></tr></tbody></table>

Leurs tableau font apparaître des maxima d'intensité lumineuse pour certaines concentrations : NaCl à 3% - pH à 8,5 - +0,1% d'acide malique - vitesse d'agitation à 500rpm (dans un fermenteur de 20L).

<span style="font-size: small;">4 <span style="color: rgb(224, 62, 45);">BACTERIE FISCHERI</span></span>

<span style="font-size: small;">Source: [https://journals.asm.org/doi/10.1128/jb.95.3.975-979.1968](https://journals.asm.org/doi/10.1128/jb.95.3.975-979.1968)</span>

Plein d'espèces sur cet article

[https://revistes.iec.cat/index.php/IM/article/download/143152/142011/0](https://revistes.iec.cat/index.php/IM/article/download/143152/142011/0)

# Effet du H2O2 sur la croissance et la bioluminescence de la bactérie



# Bibliographie et expérimentation

**1) Le peroxyde d'hydrogène (H2O2)**

<span style="color: rgb(0, 0, 0); background-color: rgb(255, 255, 255);">Le peroxyde d'hydrogène une molécule d'eau à laquelle on a ajouté un atome d'oxygène, c'est-à-dire **<span style="color: #000099;">l'eau oxygénée</span>**. Cette molécule possède quelques caractéristiques qui en font un bon désinfectant : c'est un produit à **grand pouvoir oxydant**, ce qui le rend très réactif face à la matière organique, et ce qui lui donne un vaste spectre d'activité vis à vis des micro-organismes : il a **un bon pouvoir bactéricide, virucide, et même sporicide**. on mécanisme d'action consiste en l'oxydation des groupes sulfhydriles et des doubles liaisons des enzymes des bactéries, en provoquant une modification de la conformation des protéines formant ces enzymes, avec la perte de leur fonction, et par conséquent, la mort cellulaire. </span>

[![image.png](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-05/scaled-1680-/FaXimage.png)](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-05/FaXimage.png)

**2) La luciférase bactérienne et stress oxydatif.**

Ce type de réaction nécessite 4 composés : la luciférase bactérienne ; la flavine mononucléotide réduite ou FMNH2 qui sert de luciférine ; un aldéhyde utilisé comme cofacteur RCHO (en biochimie, un cofacteur est une substance chimique non protéique, mais qui est nécessaire à l'activité biologique de celle-ci) ; et l’oxygène moléculaire O2.

[![image.png](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-05/scaled-1680-/4ttimage.png)](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-05/4ttimage.png)

La luciférase bactérienne est sensible au stress oxydatif. En relisant la bibliographie, nous acons vu que des concentrations en H2O2 ont été utilisés pour voir l'intensité de la bioluminescence. En effet des concentrations de H2O2 ont été utilisés de 50 µM, 100 µM et 250 µM.

**3 ) Protocole Expérimental**

Pour réaliser cette expérience, j'ai lancé 5 cultures bactériennes avec 200µL de la suspension mère de bactérie bioluminescente et 10mL de milieu classique. J'ai transféré 2mL de cette culture dans des cuves de spectro. J'ai ensuite fait des mesures de DO de cette culture au bout de 1h d'incubation.

<span style="background-color: rgb(255, 255, 255);">Après la lecture de la DO j'ai ajouté le H202 aux concentrations voulus dans les cuves. j'ai préalablement dilué au 1/1000ème dans un erlenmeyer pour avoir une concentration de 8,79mM. Puis j'ai ajouté 11µL, 22µL et 55µL dans les cuves de spectro pour être à 50µM, 100µM et 250µM. et j'ai mesuré les DO toutes les heures. </span>

<table border="1" id="bkmrk-do-t%C3%A9moin-1%C2%A0-do-t%C3%A9mo" style="border-collapse: collapse; width: 100%; height: 235.666px;"><colgroup><col style="width: 20%;"></col><col style="width: 20%;"></col><col style="width: 20%;"></col><col style="width: 20%;"></col><col style="width: 20%;"></col></colgroup><tbody><tr style="height: 29.4583px;"><td style="height: 29.4583px;">**DO Témoin 1** </td><td style="height: 29.4583px;">**DO témoin 2** </td><td style="height: 29.4583px;">**DO avec 50µM**</td><td style="height: 29.4583px;">**DO avec100µM**</td><td style="height: 29.4583px;">**DO avec 250µM**</td></tr><tr style="height: 29.4583px;"><td style="height: 29.4583px;">DO 1h= 0,091</td><td style="height: 29.4583px;">DO 1h= 0,071</td><td style="height: 29.4583px;">DO 1h= 0,081</td><td style="height: 29.4583px;">DO 1h= 0,087</td><td style="height: 29.4583px;">DO 1h= 0,086</td></tr><tr style="height: 29.4583px;"><td style="height: 29.4583px;">DO 2h= 0,100</td><td style="height: 29.4583px;">DO 2h= 0,095</td><td style="height: 29.4583px;">DO 2h= 0,093</td><td style="height: 29.4583px;">DO 2h= 0,090</td><td style="height: 29.4583px;">DO 2h= 0,087</td></tr><tr style="height: 29.4583px;"><td style="height: 29.4583px;">DO 3h= /</td><td style="height: 29.4583px;">DO 3h= /</td><td style="height: 29.4583px;">DO 3h= /</td><td style="height: 29.4583px;">DO 3h= /</td><td style="height: 29.4583px;">DO 3h= /</td></tr><tr style="height: 29.4583px;"><td style="height: 29.4583px;">DO 4h= 0,163</td><td style="height: 29.4583px;">DO 4h= 0,161</td><td style="height: 29.4583px;">DO 4h= 0,161</td><td style="height: 29.4583px;">DO 4h= 0,158</td><td style="height: 29.4583px;">DO 4h= 0,143</td></tr><tr style="height: 29.4583px;"><td style="height: 29.4583px;">DO 5h= 0,252</td><td style="height: 29.4583px;">DO 5h= 0,246</td><td style="height: 29.4583px;">DO 5h= 0,234</td><td style="height: 29.4583px;">DO 5h= 0,229</td><td style="height: 29.4583px;">DO 5h= 0,207</td></tr><tr style="height: 29.4583px;"><td style="height: 29.4583px;">DO 6h= 0,362</td><td style="height: 29.4583px;">DO 6h= 0,364</td><td style="height: 29.4583px;">DO 6h= 0,341</td><td style="height: 29.4583px;">DO 6h= 0,326</td><td style="height: 29.4583px;">DO 6h= 0,301</td></tr><tr style="height: 29.4583px;"><td style="height: 29.4583px;">DO 7h= 0,475</td><td style="height: 29.4583px;">DO 7h= 0,466</td><td style="height: 29.4583px;">DO 7h= 0,46</td><td style="height: 29.4583px;">DO 7h= 0,45</td><td style="height: 29.4583px;">DO 7h= 0,433</td></tr></tbody></table>

<span style="background-color: rgb(255, 255, 255);">![](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-05/embedded-image-zkta31eu.png)</span>

<span style="background-color: rgb(236, 240, 241);"><span style="background-color: rgb(255, 255, 255);">Série 1: Témoin sans H202 </span> </span>Série 2 : Témoin sans H202 Série 3: 50µM de H202 Série 4 : 100µM de H202 Série 5: 250 µM de H202

On observe que le H202 a une influence sur la croissance de la bactérie. En effet, la DO baisse en fonction de la concentration du H2O2. A ces concentrations, le H2O2 ne tue pas la bactérie mais ralenti sa croissance. Cependant, nous n'avons pas observé de différences sur la bioluminescence de la bactérie. Je pense que l'enzyme a besoin d'un cofacteur (FMN) pour pouvoir réagir à l'oxyfation du H2O2. C'est une réaction d'oxydo-réduction.

# Effet de l'asparagine sur la bioluminescence



# Asparagine

Informations

- Alan KERNANEC, Steve HUBERT
- <alan.kernanec@sorbonne-universite.fr> ; <steve.hubert@sorbonne-universite.fr>
- FabManagers espace Biologie/Chimie
- 10/2023

#### Contexte

Afin de tenter de réduire le coût de revient d'un milieu de culture spécifique à une souche de bactérie bioluminescent nous avons cherché à optimiser la quantité des certains constituants.

La 1ère publication du protocole de culture datant des années 1910 (*La Vie et la Lumière* ; Raphaël Dubois ; Félix Alcan Paris, 1914), certains produits sont disponibles avec un niveau de pureté non accessible à l'époque qui justifie de nouveaux essais.

Nous nous sommes penchés en particulier sur un acide aminé de ce milieu qui représente à lui seul près de la moitié du coût final : l'asparagine.

[![image.png](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2023-10/scaled-1680-/cyLimage.png)](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2023-10/cyLimage.png)

#### Objectifs

Tester des milieux à différentes concentrations décroissantes d'aparagine pour déterminer jusqu'où il est possible de réduire tout en maintenant la bioluminescence optimum.

En réalité il est probable que seule la L-asparagine soit utilisable par les organismes bioluminescents, la D-asparagine restant inutilisée dans le milieu.

Or dans les années 1910 si l'asparagine était déjà disponible avec un très bon niveau de pureté, il n'est pas précisé si la différence était faite entre ses deux formes enantiomères. L'optimisation peut être envisagée de ce côté.

[![asparagine D et L.jpg](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2023-10/scaled-1680-/asparagine-d-et-l.jpg)](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2023-10/asparagine-d-et-l.jpg)



#### Consommables

- souche de cellules bioluminescente
- yeast exctract (0,75g)
- glycérol (0,75mL)
- asparagine (1g)
- NaCl (7,5g)
- eau distillée 250 mL
- divers (aluminium, coupelles de pesée, anses...)

#### Matériel et Machines utilisés

- erlenmeyer de 25 mL (x14), erlenmeyer 250 mL (x2)
- autoclave de paillasse (cycle 121°C/20min)
- balance de précision
- papier pH
- pipetman 200µL, 1000µL

#### Protocole

Nous allons tester 4 concentrations différentes soit de 4 séries de triplicats (12 échantillons) suivis sur 48h.

1/Préparation et stérilisation de 2 solutions-mères :

-1 erlenmeyer contenant 100 mL à 10g.L-1 de L-asparagine

-1 erlenmeyer contenant 150mL à 0g.L-1 de L-asparaigne

[![image.png](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2023-10/scaled-1680-/7hcimage.png)](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2023-10/7hcimage.png)

[![image.png](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2023-10/scaled-1680-/qYjimage.png)](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2023-10/qYjimage.png)

[![image.png](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2023-10/scaled-1680-/5Akimage.png)](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2023-10/5Akimage.png)

[![image.png](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2023-10/scaled-1680-/yhGimage.png)](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2023-10/yhGimage.png)

#### Observation :

Avec les concentrations de 0 ; 2,5 ; 5 ; 10 et 2 témoins

<table border="1" id="bkmrk-date-12%2F10%2F23-%C3%A0-9h30"><colgroup><col></col><col></col><col></col><col></col></colgroup><tbody><tr><td class="align-center">Date</td><td class="align-center">12/10/23 à 9h30</td><td class="align-center">13/10/23 à 9h45</td><td class="align-center">14/10/23 à 9h30</td></tr><tr><td>  
</td><td>[![Je1image.png](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2023-10/scaled-1680-/je1image.png)](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2023-10/je1image.png)</td><td>[![By8image.png](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2023-10/scaled-1680-/by8image.png)](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2023-10/by8image.png)</td><td>[![image.png](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2023-10/scaled-1680-/5crimage.png)](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2023-10/5crimage.png)

</td></tr></tbody></table>

Par la suite, nous avons fait un autre dosage avec les concentration de 0 ; 0,5 ; 1 et 2,5

<table border="1" id="bkmrk-date-17%2F10%2F23-%C3%A0-12h3"><colgroup><col></col><col></col><col></col><col></col></colgroup><tbody><tr><td class="align-center">Date</td><td class="align-center">17/10/23 à 12h30</td><td class="align-center">17/10/23 à 17h</td><td class="align-center">18/10/23 à 9h30</td></tr><tr><td>  
</td><td>[![image.png](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2023-10/scaled-1680-/Nc2image.png)](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2023-10/Nc2image.png)

</td><td>[![image.png](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2023-10/scaled-1680-/y03image.png)](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2023-10/y03image.png)

</td><td>[![image.png](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2023-10/scaled-1680-/iS1image.png)](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2023-10/iS1image.png)

</td></tr></tbody></table>

#### Résultats :

[![image.png](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2023-10/scaled-1680-/VHVimage.png)](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2023-10/VHVimage.png)

<div aria-label="Page Section Options" class="pointer-container" id="bkmrk-%C2%A0-5" refs="pointer@pointer" tabindex="-1"><div class="pointer flex-container-row items-center justify-space-between p-s anim is-page-editable"><div class="flex-container-row items-center gap-s" refs="pointer@mode-section"><button class="text-button icon px-xs" title="Permalink mode, Press to show include tag"><svg class="svg-icon" data-icon="link" role="presentation" viewbox="0 0 24 24" xmlns="http://www.w3.org/2000/svg"></svg></button><div class="input-group"> <button class="button outline icon" title="Copy Link" type="button"><svg class="svg-icon" data-icon="copy" role="presentation" viewbox="0 0 24 24" xmlns="http://www.w3.org/2000/svg"></svg></button></div></div><svg class="svg-icon" data-icon="edit" role="presentation" viewbox="0 0 24 24" xmlns="http://www.w3.org/2000/svg"></svg></div></div>

# L'effet du NaCl sur la croissance et la bioluminescence de la bactérie



# Expérimentation

[![20250417_131150.jpg](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-04/scaled-1680-/20250417-131150.jpg) ](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-04/20250417-131150.jpg)

**1) Protocole expérimental.**

J'ai mesuré la densité optique (DO) avec le spectrophotomètre à 600nm pour évaluer l'évolution de la croissance microbienne den fonction du sel. j'ai donc utilisé deux types de sels :

- Le NaCl pur (99,5%)
- Le sel marin Instant ocean. ( 85% de NaCl)

J'ai donc mis 200 µL d'une suspension mère de la souche de photobactéries *Rattail* bioluminescente et 10mL de bouillon de culture avec du NaCL et avec du sel marin pour comparer l'efficacité de ces deux milieux de culture. J'ai ensuite mesuré la DO toutes les heures.

On a utilisé des cuves en polystyrène et le spectrophotomètre biochrom portable. On a fait le blanc avec les milieux et on a mesuré la DO des bactéries toutes les heures.

**2) Résultats**

<table border="1" id="bkmrk-temps-%28heure%29-do-sel" style="border-collapse: collapse; width: 100%; height: 238.375px;"><colgroup><col style="width: 33.3745%;"></col><col style="width: 33.3745%;"></col><col style="width: 33.3745%;"></col></colgroup><tbody><tr style="height: 29.7969px;"><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">**Temps (heure)**</td><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">**DO sel marin**</td><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">**DO NaCl**</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">1</td><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">0,030</td><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">0,014</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">3</td><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">0,082</td><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">0,042</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">4</td><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">0,164</td><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">0,081</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">5</td><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">0,247</td><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">0,147</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">6</td><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">0,303</td><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">0,194</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">7</td><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">0,368</td><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">0,267</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">8</td><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">0,457 </td><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">0,316</td></tr></tbody></table>

**Tableau 1:** Mesure de la DO le 17/04/2025 en partant de la suspension mère de 42h d'incubation.

<table border="1" id="bkmrk-temps-%28heure%29%C2%A0-do-se" style="border-collapse: collapse; width: 100%; height: 243.969px;"><colgroup><col style="width: 33.3745%;"></col><col style="width: 33.3745%;"></col><col style="width: 33.3745%;"></col></colgroup><tbody><tr style="height: 29.7969px;"><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">**Temps (heure)** </td><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">**DO sel marin**</td><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">**DO NaCl**</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">1</td><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">0,022</td><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">0,017</td></tr><tr style="height: 35.3906px;"><td class="align-center" style="height: 35.3906px;">2

</td><td class="align-center" style="height: 35.3906px;">0,054</td><td class="align-center" style="height: 35.3906px;">0,030</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">4</td><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">0,154</td><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">0,082</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">5</td><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">0,210</td><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">0,134</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">6</td><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">0,240</td><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">0,170</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">7</td><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">0,301</td><td class="align-center" style="height: 29.7969px;">0,221</td></tr></tbody></table>

**Tableau 2 :** Mesure de la DO le 18/04/2025 en partant de la suspension mère de 66h d'incubation.

**3) Discussion**

**3.1) Croissance microbienne**

On observe que la DO est plus élevée avec le sel marin ce qui indique que ce sel est plus favorable à la croissance de la bactérie que le NaCl pur. Le sel marin est riche en différents sels minéraux (figure 1) ce qui doit être plus favorable à la croissance microbienne. En traçant la courbe sur Excel , on obtient une droite sans mettre les valeurs en logarithme. Le temps de génération de la bactérie est plus longue qu'une 1h il faudrait donc mesurer les DO toutes les 2h pour pouvoir tracer une courbe de croissance.

[ ](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-04/composition-instant-ocean.jpg)[![Composition instant Ocean.jpg](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-04/scaled-1680-/composition-instant-ocean.jpg)](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-04/composition-instant-ocean.jpg)[![image.png](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-04/scaled-1680-/mgyimage.png)  ](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-04/mgyimage.png)**Figure : 1 composition du sel marin**

**3.2) Bioluminescence**

J'ai comparé l'intensité de bioluminescence. à 4h on commence à voir une bioluminescence mais qui est pale. on atteint le maximum de la bioluminescence au bout de 7h. Au bout de 17h, on remarque une intensité de bioluminescence plus importante avec le NaCl qu'avec le sel marin mais la différence est moins visible après 7h d'incubation. Il n'y a pas de corrélation entre croissance et bioluminescence. En effet, quand la DO est plus élevée en présence avec le sel marin qu'avec le NaCl alors qu'à l'inverse la bioluminescence est plus élevée en présence de NaCl. On rappel que le sel marin est à 85% de NaCl là ou le NaCl en poudre est à 99,5% de pureté.

[![image.png](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-04/scaled-1680-/328image.png) ](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-04/328image.png)[![image.png](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-04/scaled-1680-/2wTimage.png) Figure 2 : Bioluminescence de *Rattail* sur milieu solide (17h). Figure 3 : Bioluminescence de de *Rattail* sur milieu liquide (17h](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-04/2wTimage.png)).

[![image.png](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-04/scaled-1680-/N0Kimage.png) Figure 4: Bioluminescence de Rattail sur milieu liquide (7h). ](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-04/N0Kimage.png)

# Expérimentation 2

**1) Protocole expérimental**

J'ai lancé deux cultures de bactérie :

- 200µL de bactéries + 10mL de milieu classique
- 200 µL de la suspension bactérienne + 10mL de milieu avec du NaCl

J'ai mesuré la DO toutes les heures à 600nm au spectrophotomètre portable biochrom.

**2) Résultats**

<table border="1" id="bkmrk-do-avec-le-nacl-do-a" style="border-collapse: collapse; width: 100%; height: 358.334px;"><colgroup><col style="width: 50.0412%;"></col><col style="width: 50.0412%;"></col><col style="width: 0%;"></col><col style="width: 0%;"></col></colgroup><tbody><tr style="height: 44.7917px;"><td style="height: 44.7917px;">**DO avec le Nacl**</td><td style="height: 44.7917px;">**DO avec le sel marin** </td><td style="height: 44.7917px;">  
</td><td style="height: 44.7917px;">  
</td></tr><tr style="height: 44.7917px;"><td style="height: 44.7917px;">DO 1h= 0,067

</td><td style="height: 44.7917px;">DO 1h=0,084</td><td style="height: 44.7917px;">  
</td><td style="height: 44.7917px;">  
</td></tr><tr style="height: 44.7917px;"><td style="height: 44.7917px;">DO 2h= 0,079</td><td style="height: 44.7917px;">DO 2h= 0,100

</td><td style="height: 44.7917px;">  
</td><td style="height: 44.7917px;">  
</td></tr><tr style="height: 44.7917px;"><td style="height: 44.7917px;">DO 3h= 0,094</td><td style="height: 44.7917px;">DO 3h= 0,124</td><td style="height: 44.7917px;">  
</td><td style="height: 44.7917px;">  
</td></tr><tr style="height: 44.7917px;"><td style="height: 44.7917px;">DO 4h= 0,131</td><td style="height: 44.7917px;">DO 4h= 0,156</td><td style="height: 44.7917px;">  
</td><td style="height: 44.7917px;">  
</td></tr><tr style="height: 44.7917px;"><td style="height: 44.7917px;">DO 5h= 0,190</td><td style="height: 44.7917px;">DO 5h= 0,230</td><td style="height: 44.7917px;">  
</td><td style="height: 44.7917px;">  
</td></tr><tr style="height: 44.7917px;"><td style="height: 44.7917px;">DO 6h= 0,272</td><td style="height: 44.7917px;">DO 6h= 0,326</td><td style="height: 44.7917px;">  
</td><td style="height: 44.7917px;">  
</td></tr><tr style="height: 44.7917px;"><td style="height: 44.7917px;">DO 7h= 0,363</td><td style="height: 44.7917px;">DO 7h= 0,470</td><td style="height: 44.7917px;">  
</td><td style="height: 44.7917px;">  
</td></tr></tbody></table>

![](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-05/embedded-image-a5nbxj8v.png)

![](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-05/embedded-image-8tygnpqb.png)

![](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-05/embedded-image-pfzmrcpe.png)

**3) Discussion**

La tendance se confirme. Le NaCl ralenti la croissance de la bactérie. Cependant, on observe que la bactérie a une intensité de bioluminescence plus élevée en présence de NaCl. On peut supposer que le Nacl a 99% de pureté induit un stress à la bactérie ce qui doit augmenter l'activité de la luciférase bactérienne.

# Expérimentation 3

**1) Bibliographie**

Des chercheurs malaisiens ont testé des concentrations de NaCl sur la bactérie photobacterium sp. Ils ont mesurés la bioluminescence de la bactérie en fonction de différentes concentrations de NaCl : 5g/L, 10g/L, 15g/L, 20g/L, 30g/L, 40 gl/L et 50g/L .

[![image.png](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-05/scaled-1680-/gmUimage.png)](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-05/gmUimage.png)

**2) Protocole expérimental**

J'ai préparer des milieux classiques aux concentration de NaCl de 10g/L, 20g/L, 30 g/l et 40g/L. Ces milieux ont été autoclavés. J'ai ensuite préparé 5 petits erlenmeyer dans lequel j'ai mis 200 µL de suspension bactérienne dans 10 mL de milieu. J'ai également lancé une culture avec 10ml de milieu sel marin et 200µL de suspension bactérienne.

**3) Résultats**

![image.png](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-05/scaled-1680-/hBpimage.png)

**Figure 1: la bioluminescence de la bactérie en fonction de la concentration en Nacl**

<table border="1" id="bkmrk-le-milieu-utilis%C3%A9%C2%A0%C2%A0-" style="border-collapse: collapse; width: 100%; height: 178.781px;"><colgroup><col style="width: 50%;"></col><col style="width: 50%;"></col></colgroup><tbody><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">**Le milieu utilisé** </td><td style="height: 29.7969px;">**Intensité de la bioluminescence** </td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">Nacl 10g/L</td><td style="height: 29.7969px;">0</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">Sel marin </td><td style="height: 29.7969px;">+</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">NaCl 20g/L</td><td style="height: 29.7969px;">+</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">NaCl 30g/L</td><td style="height: 29.7969px;">+++</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">NaCl 40g/L</td><td style="height: 29.7969px;">+++</td></tr></tbody></table>

**4) Discussion**

Nous avons obtenu des résultats différentes de la littérature. En effet, à 10g/L nous obtenons aucune bioluminescence. En revanche à 40g/L, la bioluminescence est très élevée contrairement à la littérature où ils ont obtenus aucune bioluminescence. Ces différences peuvent s'expliquer par le fait que nous ne manipulons pas la même espèce de photobactrium que dans la littérature et que la composition du milieu utilisé dans la littérature est différente.

# L'effet de la tryptone sur la croissance et la bioluminescence.



# New Page



# Expérimentation 1

**1) Bibliographie**

**3) Résultats**

[![image.png](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-05/scaled-1680-/Eg7image.png) ](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-05/Eg7image.png)[![pSaimage.png](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-05/scaled-1680-/psaimage.png)](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-05/psaimage.png)

**Figure 1:** Bioluminescence de Rattail en fonction du tryptone  **Figure 2 :** Les cultures de Rattail en fonction du tryptone

<table border="1" id="bkmrk-milieu-utilis%C3%A9%C2%A0-biol" style="border-collapse: collapse; width: 100%; height: 178.781px;"><colgroup><col style="width: 50%;"></col><col style="width: 50%;"></col></colgroup><tbody><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">**Milieu utilisé** </td><td style="height: 29.7969px;">**Bioluminescence**</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">Sans tryptone </td><td style="height: 29.7969px;">+</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">Tryptone 20g/L</td><td style="height: 29.7969px;">++</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">Tryptone 30g/L</td><td style="height: 29.7969px;">+++</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">Tryptone 40g/L</td><td style="height: 29.7969px;">+++</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">Tryptone 50g/L</td><td style="height: 29.7969px;">+++</td></tr></tbody></table>

**4) Discussion**

On observe une forte bioluminescence à partir de 30g/L de tryptone ce qui concorde avec ce qu'il y a dans la littérature. Sans tryptone, on observe une bioluminescence qui est nettement moins élevée. Le tryptone est donc nécessaire au bon fonctionnement de la luciférase bactérienne.

<span class="relative -mx-px my-[-0.2rem] rounded px-px py-[0.2rem] transition-colors duration-100 ease-in-out">Un milieu enrichi en **tryptone (≈ 5 g/L)**, combiné à du **glycerol (3 g/L)**, **yeast extract (5 g/L)** et **NaCl (30 g/L)** favorise une croissance efficace de *P. phosphoreum* T3 et Q67, atteignant respectivement OD ≈ 0,85 et 1,25 en 12 h à 22 °C</span> <span class="" data-state="closed"><span class="ms-1 inline-flex max-w-full items-center relative top-[-0.094rem] animate-[show_150ms_ease-in]">[<span class="relative start-0 bottom-0 flex h-full w-full items-center"><span class="flex h-4 w-full items-center justify-between absolute"><span class="max-w-full grow truncate overflow-hidden text-center">sciencedirect.com</span><span class="-me-1 flex h-full items-center rounded-full px-1 text-[#8F8F8F]">+11</span></span><span class="flex h-4 w-full items-center justify-between"><span class="max-w-full grow truncate overflow-hidden text-center">pmc.ncbi.nlm.nih.gov</span><span class="-me-1 flex h-full items-center rounded-full px-1 text-[#8F8F8F]">+11</span></span><span class="flex h-4 w-full items-center justify-between absolute"><span class="max-w-full grow truncate overflow-hidden text-center">mdpi.com</span><span class="-me-1 flex h-full items-center rounded-full px-1 text-[#8F8F8F]">+11</span></span></span>](https://pmc.ncbi.nlm.nih.gov/articles/PMC9179163/?utm_source=chatgpt.com)</span></span>.

<span class="relative -mx-px my-[-0.2rem] rounded px-px py-[0.2rem] transition-colors duration-100 ease-in-out">Des formulations utilisant **1 g/L de peptone** (souvent à base de tryptone) avec 20–30 g/L NaCl, glycerol et yeast extract assurent aussi une croissance stable et soutenue, dans le cadre de milieux optimisés pour la bioluminescence.</span>

#### Effet sur la bioluminescence

- <span class="relative -mx-px my-[-0.2rem] rounded px-px py-[0.2rem] transition-colors duration-100 ease-in-out">Un milieu complet contenant tryptone stimule la lumière : après 12 h, *P. phosphoreum* T3 atteint ~6,5×10⁷ RLU ; Q67 ~2,7×10⁶ RLU</span> <span class="" data-state="closed"><span class="ms-1 inline-flex max-w-full items-center relative top-[-0.094rem] animate-[show_150ms_ease-in]">[<span class="relative start-0 bottom-0 flex h-full w-full items-center"><span class="flex h-4 w-full items-center justify-between absolute"><span class="max-w-full grow truncate overflow-hidden text-center">journals.asm.org</span><span class="-me-1 flex h-full items-center rounded-full px-1 text-[#8F8F8F]">+7</span></span><span class="flex h-4 w-full items-center justify-between"><span class="max-w-full grow truncate overflow-hidden text-center">pmc.ncbi.nlm.nih.gov</span><span class="-me-1 flex h-full items-center rounded-full px-1 text-[#8F8F8F]">+7</span></span><span class="flex h-4 w-full items-center justify-between absolute"><span class="max-w-full grow truncate overflow-hidden text-center">mdpi.com</span><span class="-me-1 flex h-full items-center rounded-full px-1 text-[#8F8F8F]">+7</span></span></span>](https://pmc.ncbi.nlm.nih.gov/articles/PMC9179163/?utm_source=chatgpt.com)</span></span>.
- <span class="relative -mx-px my-[-0.2rem] rounded px-px py-[0.2rem] transition-colors duration-100 ease-in-out">Dans le milieu modifié dit “Boss medium” (contenu en peptone/tryptone), la luminescence est maximale à **pH 7,0**, avec **peptone 1 g/L**, **yeast extract 1 g/L**, **NaCl 20 g/L**, **glycerol 2,5 g/L** et atteint un signal RLU stable (~13 600 en continu pendant &gt;120 h)</span> <span class="" data-state="closed"><span class="ms-1 inline-flex max-w-full items-center relative top-[-0.094rem] animate-[show_150ms_ease-in]">[<span class="relative start-0 bottom-0 flex h-full w-full items-center"><span class="flex h-4 w-full items-center justify-between"><span class="max-w-full grow truncate overflow-hidden text-center">researchgate.net</span><span class="-me-1 flex h-full items-center rounded-full px-1 text-[#8F8F8F]">+1</span></span><span class="flex h-4 w-full items-center justify-between absolute"><span class="max-w-full grow truncate overflow-hidden text-center">mdpi.com</span><span class="-me-1 flex h-full items-center rounded-full px-1 text-[#8F8F8F]">+1</span></span></span>](https://www.researchgate.net/publication/45270098_Improved_detection_of_toxic_chemicals_by_Photobacterium_phosphoreum_using_modified_Boss_medium?utm_source=chatgpt.com)</span></span>.

# La mesure de la bioluminescence de la bactérie avec le luminomètre.



# New Page



# Bioluminescence en fonction de chaque paramètre

**1) Protocole expérimental**

- On a lancé des cultures avec la suspension mère du 09/05/2025
- Pour ce faire on a mis : 200µL de la suspension mère dans 10mL de milieu.

[![image.png](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-05/scaled-1680-/GmGimage.png) ](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-05/GmGimage.png)[![image.png](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-05/scaled-1680-/UD8image.png)](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-05/UD8image.png)

On a laissé incuber les cultures 16h à température ambiante dans la réserve. On a ensuite transféré 250µL dans les puits des microplaques. On a ensuite mesuré la bioluminescence exprimé en RLU ( Relative light unit) avec le lecteur de plaque luminomètre BertholdTech TriStar2S.

[![image.png](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-05/scaled-1680-/dNLimage.png) ](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-05/dNLimage.png)[![image.png](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-05/scaled-1680-/Z14image.png)](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-05/Z14image.png)

**2) Résultats**

<table border="1" id="bkmrk-echantillon%C2%A0-mesure-" style="border-collapse: collapse; width: 100%; height: 184.383px;"><colgroup><col style="width: 20.0165%;"></col><col style="width: 20.0165%;"></col><col style="width: 20.0165%;"></col><col style="width: 20.0165%;"></col><col style="width: 20.0165%;"></col></colgroup><tbody><tr style="height: 29.8px;"><td style="height: 29.8px;">**Echantillon** </td><td style="height: 29.8px;">**Mesure 1 (RLU)** </td><td style="height: 29.8px;">**Mesure 2 (RLU)** </td><td style="height: 29.8px;">**Mesure 3 (RLU)** </td><td style="height: 29.8px;">**moyenne**</td></tr><tr style="height: 35.3833px;"><td style="height: 35.3833px;">**Sel marin** </td><td style="height: 35.3833px;">44845504

</td><td style="height: 35.3833px;">46015056</td><td style="height: 35.3833px;">46768168</td><td style="height: 35.3833px;">45 876 243</td></tr><tr style="height: 29.8px;"><td style="height: 29.8px;">**NaCl 10g/L**</td><td style="height: 29.8px;">235183</td><td style="height: 29.8px;">112455</td><td style="height: 29.8px;">1790293</td><td class="align-left" style="overflow: hidden; padding-top: 2px; padding-right: 3px; padding-bottom: 2px; vertical-align: bottom; text-align: right; height: 29.8px;">712643,6667</td></tr><tr style="height: 29.8px;"><td style="height: 29.8px;">**NaCl 20 g/L**</td><td style="height: 29.8px;">60977620</td><td style="height: 29.8px;">60070600</td><td style="height: 29.8px;">58558968</td><td style="overflow: hidden; padding: 2px 3px; vertical-align: bottom; text-align: right; height: 29.8px;">59869062,67</td></tr><tr style="height: 29.8px;"><td style="height: 29.8px;">**NaCl 30 g/L**</td><td style="height: 29.8px;">Overload</td><td style="height: 29.8px;">Overload</td><td style="height: 29.8px;">Overload</td><td style="height: 29.8px;"> </td></tr><tr style="height: 29.8px;"><td style="height: 29.8px;">**NaCl 40 g/L**</td><td style="height: 29.8px;">Overload</td><td style="height: 29.8px;">Overload</td><td style="height: 29.8px;">Overload</td><td style="height: 29.8px;">  
</td></tr></tbody></table>

[![image.png](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-05/scaled-1680-/MOiimage.png) Figure 1 : La bioluminescence en fonction de la concentration de la NaCl](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-05/MOiimage.png)

<table border="1" id="bkmrk-echantillon%C2%A0-mesure--1" style="border-collapse: collapse; width: 100%; height: 179.781px;"><colgroup><col style="width: 20.0165%;"></col><col style="width: 20.0165%;"></col><col style="width: 20.0165%;"></col><col style="width: 20.0165%;"></col><col style="width: 20.0165%;"></col></colgroup><tbody><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">**Echantillon** </td><td style="height: 29.7969px;">**Mesure 1 (RLU)** </td><td style="height: 29.7969px;">**Mesure 2 (RLU)** </td><td style="height: 29.7969px;">**Mesure 3 (RLU)** </td><td style="height: 29.7969px;">**moyenne** </td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">**Sans glycérol** </td><td style="height: 29.7969px;">33247172</td><td style="height: 29.7969px;">32239560</td><td style="height: 29.7969px;">33735476</td><td style="overflow: hidden; padding: 2px 3px 2px 3px; vertical-align: bottom; text-align: right;">33074069,33</td></tr><tr style="height: 30.7969px;"><td style="height: 30.7969px;">**Glycérol 3g/L**</td><td style="height: 30.7969px;">42860224</td><td style="height: 30.7969px;">42131648</td><td style="height: 30.7969px;">40296944</td><td style="overflow: hidden; padding: 2px 3px 2px 3px; vertical-align: bottom; text-align: right;">41762938,67</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">**Glycérol 4g/L**</td><td style="height: 29.7969px;">45816200</td><td style="height: 29.7969px;">45822756</td><td style="height: 29.7969px;">47212044</td><td style="overflow: hidden; padding: 2px 3px 2px 3px; vertical-align: bottom; text-align: right;">46283666,67</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">**Glycérol 5g/L**</td><td style="height: 29.7969px;">30895180</td><td style="height: 29.7969px;">31607086</td><td style="height: 29.7969px;">32870984</td><td style="overflow: hidden; padding: 2px 3px 2px 3px; vertical-align: bottom; text-align: right;">31791083,33</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">**Glycérol 6g/L**</td><td style="height: 29.7969px;">46946548</td><td style="height: 29.7969px;">43893304</td><td style="height: 29.7969px;">43641736</td><td style="overflow: hidden; padding: 2px 3px 2px 3px; vertical-align: bottom; text-align: right;">44827196</td></tr></tbody></table>

[![image.png](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-05/scaled-1680-/DE9image.png) Figure 2 : La bioluminescence en fonction de la concentration du glycérol ](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-05/DE9image.png)

<table border="1" id="bkmrk-echantillon-mesure-1" style="border-collapse: collapse; width: 100%; height: 176.8px;"><colgroup><col style="width: 20.0165%;"></col><col style="width: 20.0165%;"></col><col style="width: 20.0165%;"></col><col style="width: 20.0165%;"></col><col style="width: 20.0165%;"></col></colgroup><tbody><tr style="height: 29.4667px;"><td style="height: 29.4667px;">**Echantillon**</td><td style="height: 29.4667px;">**Mesure 1 (RLU)** </td><td style="height: 29.4667px;">**Mesure 2 (RLU)** </td><td style="height: 29.4667px;">**Mesure 3 (RLU)** </td><td style="height: 29.4667px;">**moyenne** </td></tr><tr style="height: 29.4667px;"><td style="height: 29.4667px;">**Sans asparagine** </td><td style="height: 29.4667px;">32419202</td><td style="height: 29.4667px;">35136032</td><td style="height: 29.4667px;">31284540</td><td style="height: 29.4667px;"><span data-sheets-root="1" style="font-size: 10pt; font-family: Arial; font-style: normal; text-align: right;">32946591,33</span></td></tr><tr style="height: 29.4667px;"><td style="height: 29.4667px;">**Asparagine 20g/L**</td><td style="height: 29.4667px;">Overload</td><td style="height: 29.4667px;">Overload</td><td style="height: 29.4667px;">Overload</td><td style="height: 29.4667px;">Overload</td></tr><tr style="height: 29.4667px;"><td style="height: 29.4667px;">**Asparagine 30g/L**</td><td style="height: 29.4667px;">62468408</td><td style="height: 29.4667px;">58194472</td><td style="height: 29.4667px;">59331008</td><td style="overflow: hidden; padding: 2px 3px 2px 3px; vertical-align: bottom; text-align: right;">59997962,67</td></tr><tr style="height: 29.4667px;"><td style="height: 29.4667px;">**Asparagine 40g/L**</td><td style="height: 29.4667px;">Overload</td><td style="height: 29.4667px;">Overload</td><td style="height: 29.4667px;">Overload</td><td style="height: 29.4667px;">Overload</td></tr><tr style="height: 29.4667px;"><td style="height: 29.4667px;">**Asparagine 50g/L**</td><td style="height: 29.4667px;">Overload</td><td style="height: 29.4667px;">62883208</td><td style="height: 29.4667px;">49083528</td><td style="height: 29.4667px;">/</td></tr></tbody></table>

[![image.png](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-05/scaled-1680-/TCfimage.png) Figure 3 : La bioluminescence de la bactérie en fonction de la concentration en asparagine ](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-05/TCfimage.png)

<table border="1" id="bkmrk-echantillon-mesure-1-1" style="border-collapse: collapse; width: 100%; height: 178.781px;"><colgroup><col style="width: 20.0165%;"></col><col style="width: 20.0165%;"></col><col style="width: 20.0165%;"></col><col style="width: 20.0165%;"></col><col style="width: 20.0165%;"></col></colgroup><tbody><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">**Echantillon**</td><td style="height: 29.7969px;">**Mesure 1 (RLU)** </td><td style="height: 29.7969px;">**Mesure 2 (RLU)** </td><td style="height: 29.7969px;">**Mesure 3 (RLU)** </td><td style="height: 29.7969px;">**moyenne**</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">**Sans tryptone** </td><td style="height: 29.7969px;">31655116</td><td style="height: 29.7969px;">32114984</td><td style="height: 29.7969px;">30762482</td><td style="overflow: hidden; padding: 2px 3px 2px 3px; vertical-align: bottom; text-align: right;">31510860,67</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">**Tryptone 20g/L**</td><td style="height: 29.7969px;">39209212</td><td style="height: 29.7969px;">39168668</td><td style="height: 29.7969px;">43397976</td><td style="overflow: hidden; padding: 2px 3px 2px 3px; vertical-align: bottom; text-align: right;">40591952</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">**Tryptone 30g/L**</td><td style="height: 29.7969px;">51469600</td><td style="height: 29.7969px;">57521668</td><td style="height: 29.7969px;">57203196</td><td style="overflow: hidden; padding: 2px 3px 2px 3px; vertical-align: bottom; text-align: right;">55398154,67</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">**Tryptone 40g/L**</td><td style="height: 29.7969px;">44447328</td><td style="height: 29.7969px;">47998668</td><td style="height: 29.7969px;">47332372</td><td style="overflow: hidden; padding: 2px 3px 2px 3px; vertical-align: bottom; text-align: right;">46592789,33</td></tr><tr style="height: 29.7969px;"><td style="height: 29.7969px;">**Tryptone 50g/L**</td><td style="height: 29.7969px;">42574080</td><td style="height: 29.7969px;">43918224</td><td style="height: 29.7969px;">40970844</td><td style="overflow: hidden; padding: 2px 3px 2px 3px; vertical-align: bottom; text-align: right;">42487716</td></tr></tbody></table>

[![image.png](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-05/scaled-1680-/ui3image.png) Figure 4 : La bioluminescence de la bactérie en fonction de la concentration de tryptone. ](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-05/ui3image.png)

**3) Discussion**

Nous avons obtenu des valeurs globalement très élevé en URL ( de l'ordre de 10^7 URL) alors que dans la littérature c'est dans l'ordre de 10^6 . Il faut préalablement dilué nos échantillons et mettre un volume plus petit (150-200µL) pour pouvoir quantifier la bioluminescence et éviter la surcharge. De plus, il faut faire un témoins négatif (eau distillé) pour avoir une valeur de référence sans bioluminescence. les conditions favorables pour la bioluminescence de la bactérie c'est 20g/L d'asparagine, 30gl/L de NaCl, 30g/L de tryptone et 4g/L de glycérol ce qui correspond à ce que l'on voit dans la littérature. Pour le NaCl, on observe qu'à 10g/L, il n'y a aucune bioluminescence mais à partir de 20g/L, la bioluminescence est plus élevée qu'avec le sel marin . Pour le glycérol , il semblerait qu'une concentration à 4g/L et légèrement plus favorable à la bioluminescence qu'à 3g/L. Nous avons observé préalablement qu'entre 0 et 10g/L d'asparagine, il n'y a pas d'influence sur la bioluminescence. En revanche, 20g/L d'asparagine suffit pour voir une intensité nettement plus élevée de la bioluminescence.

# In Situ Mesure et la corrélation entre la densité cellulaire et la luminescence de bactéries bioluminescentes



# In Situ Mesure et la corrélation entre la densité cellulaire et la luminescence de bactéries bioluminescentes

L'exposition prolongée à l'O₂ génère des radicaux libres inhibant la luminescence. L'ajout d'antioxydants (ex: ascorbate) ou l'expression de superoxyde dismutase (sodA) prolonge la durée de luminescence de 40% <span class="ds-markdown-cite">3</span>.

*Tableau 2 : Impact des nutriments sur la luminescence*

<div class="markdown-table-wrapper" id="bkmrk-compos%C3%A9-r%C3%B4le-effet-s"><table><thead><tr><th>**Composé**</th><th>**Rôle**</th><th>**Effet sur la luminescence**</th></tr></thead><tbody><tr><td>**Glycérol (0,5%)**</td><td>Source carbone facilement métabolisable</td><td>Augmentation de 45%</td></tr><tr><td>**Extrait de levure**</td><td>Fournit précurseurs de flavines</td><td>Augmentation de 30%</td></tr><tr><td>**NaCl (3%)**</td><td>Maintient l'homéostasie ionique marine</td><td>Essentiel pour Vibrio spp.</td></tr></tbody></table>

</div>  
  
[https://www.jove.com/t/57881/in-situ-measurement-correlation-cell-density-light-emission?language=French](https://www.jove.com/t/57881/in-situ-measurement-correlation-cell-density-light-emission?language=French)

# L-Asparagine vs peptone : effets sur la croissance et la bioluminescence

### **Introduction**  


Dans de nombreux articles scientifiques portant sur les espèces du genre *Photobacterium*, l’utilisation de peptone est souvent préférée à celle de la L-Asparagine dans la préparation des milieux de culture.  
Afin de comparer l’impact de ces deux composés, nous allons étudier deux colonies d’une même espèce de *Photobacterium* cultivées dans deux milieux différents.  
Ces milieux reprennent la composition décrite dans la page de référence sur les paramètres de culture.

- Le milieu 1 suit exactement cette composition, avec de la L-Asparagine (10g/L).
- Le milieu 2 en diffère uniquement par le remplacement de la L-Asparagine par de la peptone, dans les mêmes proportions (10g/L)

Nous procéderons d’abord à une analyse spectrométrique d’absorption, puis à une analyse de luminescence afin d’évaluer les différences éventuelles de croissance et d’activité métabolique entre les deux conditions.

### **Protocole:**  


Nous préparons deux échantillons:

- Dans l'échantillon 1, on introduit 200 µl de culture de bactéries et 10 ml du milieu 1
- Dans l'échantillon 2, on introduit 200 µl de culture de bactéries et 10 ml du milieu 2

Nous introduisons ensuite les échantillons dans des cuves de spectrométrie.

Deux cuves supplémentaires, contenant respectivement uniquement le milieu 1 et uniquement le milieu 2, servent de blancs pour les mesures d’absorbance de leur échantillon associé.

L’heure d’inoculation est notée, et des mesures d’absorbance sont réalisées toutes les heures, à partir de 1 heure après l’inoculation.

### **Résultats:**  


On note :

- **A₁** : l’absorbance de l’échantillon 1 (milieu avec L-Asparagine)
- **A₂** : l’absorbance de l’échantillon 2 (milieu avec peptone)

<table border="1" id="bkmrk-temps-%28heures%29-a%E2%82%81-%28u" style="border-collapse: collapse; width: 100%; height: 233.333px;"><colgroup><col style="width: 33.3608%;"></col><col style="width: 33.3608%;"></col><col style="width: 33.3608%;"></col></colgroup><tbody><tr style="height: 29.4583px;"><td class="align-center" style="height: 29.4583px;">**Temps (heures)**</td><td class="align-center" style="height: 29.4583px;">****A₁** (UA)**</td><td class="align-center" style="height: 29.4583px;">****A₂** (UA)**</td></tr><tr style="height: 29.4583px;"><td class="align-center" style="height: 29.4583px;">1</td><td class="align-center" style="height: 29.4583px;">0.118</td><td class="align-center" style="height: 29.4583px;">0.094</td></tr><tr style="height: 29.4583px;"><td class="align-center" style="height: 29.4583px;">2</td><td class="align-center" style="height: 29.4583px;">0.151</td><td class="align-center" style="height: 29.4583px;">0.146</td></tr><tr style="height: 29.4583px;"><td class="align-center" style="height: 29.4583px;">3</td><td class="align-center" style="height: 29.4583px;">0.206</td><td class="align-center" style="height: 29.4583px;">0.216</td></tr><tr style="height: 29.4583px;"><td class="align-center" style="height: 29.4583px;">5</td><td class="align-center" style="height: 29.4583px;">0.367</td><td class="align-center" style="height: 29.4583px;">0.464</td></tr><tr style="height: 30.7917px;"><td class="align-center" style="height: 30.7917px;">6</td><td class="align-center" style="height: 30.7917px;">0.417</td><td class="align-center" style="height: 30.7917px;">0.565</td></tr><tr style="height: 25.7917px;"><td class="align-center" style="height: 25.7917px;">7</td><td class="align-center" style="height: 25.7917px;">0.452</td><td class="align-center" style="height: 25.7917px;">0.608</td></tr><tr style="height: 29.4583px;"><td class="align-center" style="height: 29.4583px;">8</td><td class="align-center" style="height: 29.4583px;">0.481</td><td class="align-center" style="height: 29.4583px;">0.663</td></tr></tbody></table>

Pour la facilité de lecture, les données sont tracées sur le graphe suivant:**[![Figure_1.png](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-07/scaled-1680-/figure-1.png)](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-07/figure-1.png)**

### **Intensité de bioluminescence après 7h:**  


La mesure à été faite sur le luminomètre Berthold Sirius FB12. Nous faisons les mesures à 3 reprises pour chaque échantillon:

- Sans dilution
- Dilué au 10e

A blanc, on obtient une valeur autour de 21 RLU/s.

Les échantillons non dilués provoquent un overload de l'appareil, d'où la nécessité de faire des échantillons dilués.

Pour les échantillons dilués au 10e, nous obtenons les valeurs suivantes:

- L'échantillon 1 (L-Asparagine) : 1,961,614 RLU/s
- L'échantillon 2 (Peptone) : 3,247,180 RLU/s