Lu3Ci019 : Label Vert

• Groupe 2 : Du déchet à la solution : Synthèse de bioplastique à partir de déchet de distillation de pomme.
• Groupe 3 : Synthèse et comparaison des polymères biodégradables : Le poly(butylène succinate) (PBS) et le poly(éthtylène succinate (PES).
• Groupe 1: La valorisation de la biomasse issue de déchets alimentaires en bioplastiques.
• Groupe 5 : FLOC'VERT: Capturer le plastique imperceptible présent dans nos eaux, à l'aide de polymères biosourcés.
• Groupe 4 : Des HDES (Hydrophobic Deep Eutectic Solvents ) pour remplacer les solvants classiques, toxiques et volatiles afin de purifier l'eau des micropolluants organiques.

Groupe 2 : Du déchet à la solution : Synthèse de bioplastique à partir de déchet de distillation de pomme.

Un modèle de documentation minimal pour tous les types de projets. Toutes les catégories ci-dessous doivent être renseignées, même de façon succincte.
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Informations

Marina Druz (marina.druz@etu.sorbonne-universite.fr), Pablo Broustet (Pablo.Broustet@etu.sorbonne-universite.fr), Nakya Kechit (nakya.kechit@etu.sorbonne-universite.fr), Zoe Colardeau (Zoe.Colardeau@etu.sorbonne-universite.fr)

Lu3Ci019 : Label vert 2 (Année universitaire 2025-2026)

Date de début : 31/03/2026

Date de fin estimée (ou réelle) : 01/05/2026

Contexte

Face à la pollution croissante générée par les plastiques pétrosourcés et à la persistance de la vaisselle jetable dans l'environnement , notre projet s'inscrit dans une démarche de surcyclage (upcycling) de coproduits agroalimentaires. Nous utilisons des déchets issus de la distillation de pommes (la drêche) pour les transformer en une solution durable : un matériau biocomposite performant. Cette approche permet de valoriser des déchets organiques tout en proposant une alternative aux plastiques fossiles sans entrer en concurrence avec les cultures alimentaires.

Objectifs

L'objectif principal de ce projet est de démontrer la viabilité d'un biocomposite 100 % biosourcé à travers deux approches complémentaires:

• Volet expérimental : Synthétiser un bioplastique en utilisant une matrice de κ-Carrageenan et de glucomannane de konjac, renforcée par de la drêche de pomme.
• Étude de biodégradabilité : Évaluer et quantifier la cinétique de biodégradation du matériau par un test d'enfouissement en sol.
• Analyse experte : Réaliser une interview de Baptiste Lenfant (docteur dont les travaux ont inspiré notre protocole) afin d'approfondir les choix physico-chimiques de la matrice et d'évaluer le potentiel d'industrialisation de ce matériau.

Matériel

• κ-Carrageenan

• Konjac Glucomannan

• Eau distillée

• Drêche de pomme

• Terreau horticole

• Barreau aimanté (seulement pour l'eau)
  

• Mortier/pilon

• Colonne de tamis (mailles 125 µm, 250 µm)

• Béchers  

• Éprouvette graduée

• Spatules 

• Boîtes de Petri
  

• Bacs en plastique 

• Pince

Machines utilisées

• Agitateur mécanique à tige (modèle IKA RW 20 DZM)
• Balance de précision
• Plaque chauffante avec sonde de température
• Étuve ventilée
• Agitateur magnétique

Synthèse du Biocomposite (Réf : Lenfant, 2024) : 

Réf : Lenfant, 2024 

(Fichiers, photos, code, explications, paramètres d'usinage, photos, captures d'écran...)

Étape 1 : Préparation

Séchage de la drêche de pomme (60°C), broyage et tamisage pour isoler la fraction 125-250 µm.

Étape 2 : Matrice K6

Dissolution de 0,8 g de kappa-carraghénane et 1,2 g de glucomannane de konjac dans 98 mL d'eau (80°C) sous agitation mécanique intense (1250 rpm) pour éviter les grumeaux.

Étape 3 : Moulage

Refroidissement à 40°C, incorporation de la charge (ratio 1:5 polymère/charge) sous agitation mécanique, puis tassement de la pâte obtenue dans des moules.

Étape 4 : Séchage

Étuve ventilée/ à vide 40°C 

Caractérisation et Application : 

(Fichiers, photos, code, explications, paramètres d'usinage, photos, captures d'écran...)

La biodégradabilité sera évaluée par un test d'enfouissement en sol (Soil Burial Test), en mesurant la perte de masse et la fragmentation des échantillons sur 3 semaines (Gastaldi & César, Polymerix 2019).

Étape 1 : Préparation

Séchage de la drêche de pomme (60°C), broyage et tamisage pour isoler la fraction 125-250 µm.

Étape 2 : Matrice K6

Dissolution de 0,8 g de kappa-carraghénane et 1,2 g de glucomannane de konjac dans 98 mL d'eau (80°C) sous agitation mécanique intense (1250 rpm) pour éviter les grumeaux.

Étape 3 : Moulage

Refroidissement à 40°C, incorporation de la charge (ratio 1:5 polymère/charge) sous agitation mécanique, puis tassement de la pâte obtenue dans des moules.

Étape 4 : Séchage

Étuve ventilée/ à vide 40°C 

1 jour 08/04

3 jours 10/04

7 jours 14/04

10 jours 17/04

2 fois pendant les vacances/??

4 semaines 04/05

au totale 7

Journal de bord

Film qui se coupe en plusieurs parties lors de la mesure du poids durant le suivi de la décomposition . 

Difficulté à bien laver tout les morceaux et enlever toute la terre (des morceaux minuscules du film ont tendance à suivre) 

31/03/2026

Preparation de la poudre du dreche de pomme

02/04/2026

Realisation du film biosourcé en mélangeant les poudres solides selon le Protocole. 

Obtention d'un film (pâte de 85g ) de couleur marron et très humide, mise à l'étuve pour le sécher 

4/04/2026

Obtention d'un film parfaitement sec à l'aspect d'une chips, très résistant. 

Découpe en 14 morceaux de tailles similaires 

Les échantillons sont pesés séparément puis rehumidifier, on les met ensuite chacun dans un pot de terre de taille similaire qu'on remplit d'1/3 de terre, on place l'échantillon puis on recouvre de nouveau de terre. 

On humidifie la terre par le dessous à travers un bac rempli d'eau en contact avec les pots qui sont percés. 

On récupérer à chaque jours de mesure deux échantillons que l'on lave doucement avec de l'eau distillé en enlevant la terre à la main, on les place ensuite à l'étuve 24 h et on mesure leurs poids. 

On fait ainsi des mesures le 1/3/7/10/14/21/28 jours 

On réalisera ensuite une comparaison de la masse sèche avant mise en terre et après mise en terre pour établir notre bilan du suivi de la biodegradabilité

 

Groupe 3 : Synthèse et comparaison des polymères biodégradables : Le poly(butylène succinate) (PBS) et le poly(éthtylène succinate (PES).

Groupe 1: La valorisation de la biomasse issue de déchets alimentaires en bioplastiques.

Nos coordonnées:

ABDENOURI Salma: salma.abdenouri@etu.sorbonne-universite.fr

BOURDON Chloé: chloe.bourdon@etu.sorbonne-universite.fr

HUSSON Tasnim: tasnim.husson@etu.sorbonne-universite.fr

LIN Lilas: lilas.lin@etu.sorbonne-universite.fr

Date de début des manipulations: 20 Février 2026

Date de fin estimée: 17 Avril 2026????

Objectif de notre projet:  Notre projet a pour but de montrer que des déchets alimentaires peuvent être transformés en ressource chimique, notamment pour développer des alternatives aux plastiques classiques. Dans notre cas, nous avons opté pour le noyau d’avocat qui est souvent jeté tandis que ce déchet contient des polysaccharides pouvant être utilisés comme matière première pour des bioplastiques.

Protocole: 

Les noyaux d'avocat sont lavés, séchés et coupés en morceaux. Ces morceaux sont râpés, infusés (trempés) dans de l'eau distillée contenant 0,2% de métabisulfite de sodium pendant 24 heures sous réfrigération.

Filtrer avec buchner le mélange et récupérer le solide. Ce dernier est laissé en suspension dans l’eau pendant 24 heures afin de récupérer la phase liquide contenant le sédiment d’amidon (on rince bien le solide afin de récupérer tout le sédiment d’amidon restant). On centrifuge la phase liquide récupérée précédemment et le surnageant est jeté. On répète l’opération 2 fois afin de purifier le sédiment. L'amidon est séché dans l’étuve à 40 °C pendant 12 heures, pesé pour calculer le pourcentage de rendement.

Dans le but de vérifier la composition de notre solide, on réalise des tests de caractérisation tels que : l’IR (en ATR), un test de pureté à partir de Lugol (eau iodée) qui rend la solution bleu foncé à noir en présence d’amidon.

Gélatinisation : 

Dans un bécher en pyrex, mélanger  30 ml d’eau avec 5 g d’amidon. Ajouter au mélange 2.5 ml de glycérine et une goutte d’acide acétique. Chauffer le mélange environ à 70°C sur une plaque chauffante, pendant 20 minutes tout en remuant jusqu’à obtention d’un mélange visqueux. 

Faire couler le mélange dans un moule en silicone (former un couvercle) puis laisser sécher à l’air libre pendant 24h à 48h.

Première expérience au FABLAB : 20/02/2026

Objectifs de la séance : 

• Réaliser un test lugol sur des morceaux de noyau d’avocat. 

• Faire des tests de la partie gélatinisation avec de l’amidon soluble afin de confirmer ou d’ajuster les paramètres du protocole.

Le test de lugol réalisé nous confirme la présence de l’amidon dans les noyaux d’avocat.

La première expérience de gélatinisation: nous n’avons pas obtenu le résultat souhaité (gel visqueux). Nous supposons que cet échec est dû à: un chauffage à faible température + perte de chaleur (manip réalisée sous la sorbonne), la quantité de glycérol très faible comparée à la quantité d’eau, ainsi que la concentration de l’acide acétique (très dilué). Pour remédier à ce problème, nous avons suggéré un chauffage à haute température + couvrir avec de l’aluminium pour éviter toute perte de chaleur, ajouter une goutte d’acide acétique sans dilution.

27/02/2026

• Réalisation d’un test IR de l’amidon:

• Second test de gélatinisation (avec les suggestions de la 1ère manip) 

02/03/2026

1er essai de l’extraction de l’amidon à partir des noyaux d’avocat (ÉCHEC):

• Mixer les noyaux d’avocat avec de l’eau dans un blinder (obtention d’un mélange orange = oxydation +++)

• Filtration du mélange puis centrifugation et séchage = Solide marron (gros grumeaux) 

• Gélatinisation avec le solide obtenu = mélange marron liquide (échec)

La couleur du solide est justifiée par l'oxydation des noyaux d’avocat, nous suggérons de les râper et laisser tremper dans du métabisulfite pendant 24h. Puis récupérer le solide et le mettre en suspension dans l’eau afin de séparer les sédiments d’amidon pendant 24h dans le réfrigérateur.

          

06/03/2026

• Râper les noyaux d’avocat et laisser tremper dans la solution de métabisulfite pendant 30 min

• Filtrer et essorer au Büchner les noyaux râpés et les récupérer dans un mortier

• Utiliser le pilon pour écraser les noyaux râpés afin de mieux libérer l’amidon dans l’étape suivante

• Récupérer les noyaux râpés et  mettre en suspension dans l’eau, laisser le bécher au réfrigérateur

13/03/2026

• Filtration du mélange (filtre buchner) et récupération de la phase liquide.

• Centrifuger plusieurs fois afin de laver l’amidon.

• Récupération de l’amidon (test lugol positif)

• Réalisation d’un spectre FT-IR  (on observe des élongations O-H à 3304 ce qui s’explique par le fait que l’amidon n'a pas encore été séché)

• Sécher l’amidon  à l’étuve à 30°C pendant environ 72h

• Mettre en suspension dans l’eau les plastiques réalisés précédemment afin de vérifier leur solubilité.

16/03/2026

• Récupération de l’amidon séché. Broyer avec un pilon pour le réduire en poudre (on observe une légère coloration = peut-être des traces de polyphénols) 

        

• Test lugol positif + spectre IR avec des faibles pics qui se superposent avec les pics du spectre d’amidon soluble (ref).

• Conservation de l’amidon dans un cristallisoir couvert de papier aluminium.

• Vérification de l’aspect visuel des plastiques mis en suspension dans de l’eau (plastique mou = absorption d’eau)

25/03/2026

• Centrifugation et récupération de l’amidon

• Séchage de l’amidon: mettre dans l’étuve à 40°C pendant 12h (Retirer le lendemain de l'étuve).

30/03/2026

• Analyse IR
• Gélatinisation avec l'amidon extrait précédemment (échec = pas de gel visqueux, texture liquide) nous suggérons de diminuer la quantité de glycérol (c'est un plastifiant, il peut donc empêcher les chaînes de trop s'accrocher entre elles).
• Préparation de la solution de métabisulfite + râper les noyaux d'avocats et laisser tromper une semaine dans la solution.

03/04/2026

• Mettre les noyaux d'avocat râpés en suspension dans l'eau 
• Test de gélatinisation avec de l'amidon soluble (échec = mélange liquide)

07/04/2026

• Test de gélatinisation avec l'amidon extrait (gel visqueux) + moulage et laisser sécher à l'air libre (plastique cassant en petit morceaux une fois l'eau évaporé: nous avons décidé de ne plus mouler mais plutôt étaler en couche fine sur du papier cuisson.

• Récupération  de l'amidon (centrifugation) + le mettre à sécher dans l'étuve à 40°C pendant 15h (retrait le lendemain de l'étuve)

        

10/04/2026

• Analyse FTIR  de l'amidon extrait précédemment.

• Mettre les noyaux d'avocat râpés en suspension dans l'eau.

     

• Gélatinisation avec l'amidon extrait (obtention d'un gel visqueux) + étaler sur une feuille de papier cuisson et laisser sécher à l'air libre.

13/03/2026:

• Vérification de l'état de notre bioplastique: notre bioplastique a mal séché. Nous avons donc lancé une autre gélatinisation sans acide acétique + une autre gélatinisation avec l'amidon de maïs afin de comparer les 2 résultats et essayer d'identifier le problème.
• Centrifugation afin de récupérer l'amidon.
• Mettre l'amidon à sécher dans l'étuve à 40°C pendant 15h .

14/04/2026:

• Récupérer l'amidon séché la veille.
• Test IR
•  Mettre en suspension dans l'eau les noyaux d'avocat restants.
• Test de traction: nous n'avons pas pu effectuer ces tests à la plateforme polymère car nos la machine dont ils disposent n'est pas adapté à nos échantillons.

17/04/2026:

• Centrifugation afin de récupérer l'amidon.
• Mettre l'amidon à sécher dans l'étuve à 40°C pendant 15h .
• Lancer une gélatinisation: bioplastique très fin et fragile. Nous avons par la suite réalisé plusieurs tests en variant la quantité d'eau = le résultat n'a pas changé. Suite à des recherches nous avons supposé que le problème provenait de notre manière de réaliser cette étape de gélatinisation. 

Suspendre la gélatinisation dès l'obtention d'un mélange crémeux = Viscosité souhaité n'est pas atteinte (les polymères ne forment pas un réseau continu, chaque grain se rétracte séparément) on obtient donc un matériau craquelé.

Solution suggérée: Chauffer le mélange au bain marie à 70°C jusqu'à obtention d'un mélange transparent et visqueux (translucide).

20/04/2026:

• Lancer une gélatinisation: mélange chauffé au bain marie à 70°C pendant ~25min jusqu'à obtention d'un mélange transparent et translucide.
• Nous avons décidé de varier la manière de faire sécher le bioplastique  afin d'observer les différences et trouver les paramètres optimaux:

Séchage à l'étuve à 40°C: le résultat montre que le matériau à séché de l'extérieur et resté humide à l'intérieur (séchage violent et pas homogène) = matériau craquelé.

Séchage à l'air libre: évaporation rapide de l'eau, on a donc un séchage pas homogène avec une surface sèche et un intérieur humide = matériau craquelé.

Séchage doux à température ambiante (couvrir le matériau avec du film alimentaire): étaler mélange sur la plaque puis couvrir avec un film alimentaire et le laisser sécher plusieurs jours à température ambiante = matériau séché de manière homogène sans se craqueler. ce dernier était dur et cassant, nous avons donc refais le test en augmentant la quantité de glycérol dans le mélange.

 

 

 

Groupe 5 : FLOC'VERT: Capturer le plastique imperceptible présent dans nos eaux, à l'aide de polymères biosourcés.

Nos coordonnées

KUNARATNAM Sarugan : sarugan.kunaratnam@etu.sorbonne-universite.fr

Anaïs TREGUIER : anais.treguier@etu.sorbonne-universite.fr 

Janani THIAGAMOORTHY : janani.thiagamoorthy@etu.sorbonne-universite.fr

NGUYEN Phuong Nga : phuong_nga.nguyen@etu.sorbonne-universite.fr 

Introduction

Date de début : 20/02/2026

Date de fin estimée  : 15/05/2026

Objectifs :

Développer et optimiser un traitement de l'eau pour éliminer les microplastiques via la floculation par un polymère biosourcé : le chitosane.

Contexte :

On cherche à trouver un moyen efficace d'enlever les particules de microplastique dans l'eau qui pourraient remplacer les floculants conventionnels utilisés dans les stations d'épuration. Cette méthode serait également envisageable pour un kit de purification de l'eau.

Il s'agit ici d'une preuve de concept. On cherche à montrer que le chitosane, un polymère biosourcé, peut être utilisé pour capturer les particules de microsplastique dans l'eau via la floculation. Pour ce faire, on prépare des suspensions avec des quantités différentes de microparticules de polystyrène de tailles variées et on les fait floculer avec des solutions de concentrations variées en chitosane. On "dosera" le PS avant et après la floculation pour déterminer l'efficacité de cette méthode.

Matériaux / Outils / Machines

Verrerie :

• • • • Béchers (250 mL, 500 mL)
      • Eprouvettes graduées (100 mL, 250 mL)
      • Pipettes graduées
      • Erlenmeyers (250 mL, 1 L)
      • Barreaux aimantés

Appareillage :

• • • • Agitateur magnétique                                                 
      • pH-mètre étalonné / papier pH                                       
      • Équilibre                                                                                                   
      • Chronomètre                                                                                         
      • Plaque chauffante                                                                                   
      • Thermomètre 

Journal de bord

PS : polystyrène

20/02

Préparation des microparticules

Protocole

• • Broyer une dizaine de cuves UV-vis de PS à l'aide d'un broyeur/déchiqueteur
  • Récupérer les PS broyés dans un tube eppendorf
  • Tamiser avec les mèches #10, #18, et éventuellement #60 si on obtient des particules assez petites

Observations

• • Il restait beaucoup de PLA dans le broyeur et on n'arrivait pas à tout nettoyer. Notre PS était donc un peu "contaminé" par du PLA.
  • Les particules de PS restaient assez grosses. On aurait besoin d'une autre méthode pour obtenir des particules plus fines.

25/02

Flottation pour essayer d'enlever les impuretés (PLA, terre issue du broyeur et des tamis)

Protocole

• • Préparer une solution de sel d'environ 130 g/L dans un bécher
  • Ajouter du PS broyé petit à petit dans le bécher contenant la solution
  • Laisser agiter pendant environ 3 minutes
  • Arrêter l'agitation et laisser déposer tout ce qui n'est pas du PS
  • Récupérer le PS à la surface de la solution, rincer et laisser sécher

Observations

• • On risque de perdre les plus petites particules de PS
  • Ce n'est au final pas trop grave d'avoir d'autres contaminants tant qu'on ait principalement du PS, l'essentiel est de pouvoir observer la floculation. 

20/03

Broyage du PS avec un moulin à café.

On obtient bien des particules plus fines, mais un peu contaminées par la rouille du moulin malgré le nettoyage.

On place un verre en-dessous du moulin pour récupérer du PS qui sort.

Par la suite du broyage, nous avons tamisé les poudres avec les mèches #10, #18 et #60. Le tube A correspond au #60, le tube B correspond au #18 et le tube C correspond au #10.

01/04

Pour les protocoles (en particulier pour la préparation de l'eau contaminée au PS), nous ne sommes pas sûrs des quantités (nous avons tiré ces quantités de la littérature) :

Préparation de l'eau contaminée au PS : 

• Peser 0,625g de polystyrène broyé.
• Introduire dans 250 mL d'eau distillée (concentration 0,25 % m/v).
• Agiter pendant 10 minutes pour homogénéisation.

Préparation de la solution de chitosane (solution mère de 1 g/L) : 

• Préparer une solution d'acide acétique à 1 % (v/v) dans une fiole jaugée de 1L : 10 mL d'acide acétique glacial dans 990mL d'eau distillée.                                                                                                   
• Peser 1,0 g de chitosane.                                                                                                                                                     
• Ajouter progressivement le chitosane dans 1 L de solution acide sous agitation.                                                                 
• Agiter pendant 2 heures minimum (température ambiante).                                                                               
• Vérifiez le pH (doit être entre 4 et 5).                                                                                                                           
• Filtrer si nécessaire pour éliminer les particules non dissoutes. – Conservation au maximum 48h (normalement).               

02/04

Tailles estimées de particules selon le tamis :

#18 : 1000 µm ; #60 : 250 µm ; #120 : 125 µm ; #230 : 63 μm 

Vérification des tailles de particules de PS au microscope.

On dépose une petite quantité d'échantillon à vérifier sur une lame propre (échantillon sec ou une goutte de suspension de PS). On utilise l'objectif x4 et l'objectif x10 pour observer les particules (oculaire x10). 

Pour déterminer la valeur réelle de la taille des particules, on note la valeur de mesure effectuée à la règle sur la projection de l'image de ce qu'on voit au microscope sur un écran d'ordinateur et sur la division par 40 ou 100 selon l'objectif utilisé.

Exemple avec l'objectif x4 (échantillon sec) :

Exemple : pour l'échantillon obtenu avec le tamis #60 :

3,2 cm / 40 = 0,08 cm = 800 μm

1 cm / 40 = 250 μm

6 cm / 40 = 1500 μm

0,5 cm / 40 = 125 μm

5 cm / 100 = 500 μm

Notez que les tailles réelles des particules peuvent être plus grandes que celles estimées par les mèches.

03/04

On a préparé une nouvelle suspension avec 1,127 g de PS obtenu après le tamisage avec la mèche #120 et non tamisé avec le #230. (On aurait dû utiliser un échantillon de PS #230 pour obtenir des particules plus fines et de tailles plus homogènes.)

On a également essayé de doser/quantifier le PS en suspension à l'aide de la spectrophotométrie UV-vis et avec un hématimètre Malassez. 

Fiche technique - Cellule de Malassez

On a rencontré certaines difficultés réalisant le dosage UV-vis et avec la cellule de Malassez :

visible aux UV

• Les particules se déposent au cours du temps au fond de la cuve même si les particules les plus fines restent en suspension. On devrait effectuer les mesures rapidement après l'arrêt d'agitation de la suspension. Les mesures risquent donc de manquer de précision. 
• Les 2 suspensions jusqu'ici préparées absorbantes vers 220 nm. La suspension plus "concentrée" en PS absorbe moins que l'autre. Cela souligne notamment la difficulté de lier la quantité de PS en solution avec la valeur de l'absorbance de ce polymère dans les spectres (on ne pourra pas appliquer la loi de Beer-Lambert). 
• Par ailleurs, la masse de PS prélevée pour préparer la suspension ne permet pas de prendre en compte la dispersion des tailles des particules.

Malassez  

• On avait du mal à retrouver les grilles de la cellule de Malassez.
• Nos particules sont trop grosses pour cette méthode. Une particule peut couvrir tout un carreau. Quand on fait la mise au point pour voir les grilles, on est obligé de négliger les plus grosses particules.

10/04

On a pu fixer une méthode plus précise et efficace pour quantifier le PS en suspension : l'hématomètre de Nageotte.

Son principe ressemble beaucoup à la technique de Malassez, mais permet de dénombrer les particules plus grandes. Cette méthode nous permet de dénombrer les particules en fonction de leur taille plus facilement.

Mode opératoire - Cellule de Nageotte

On a aussi broyé plus de PS.

Protocole floculation :

Pour le protocole, nous ne sommes pas sûrs des quantités (nous avons tiré ces quantités de la littérature) :

 

-        Mesurer le pH de la suspension. Ajuster (avec du HCl) si nécessaire à pH 5.5 ± 0,2.  

-        Introduire 250 mL de suspension dans un bécher de 500mL (La suspension contient 1.117g de PS et 250mL d’eau distillé).

-        Agiter à 200 rpm pendant 10 minutes.                                                    

-        Ajouter 250 mL de la solution de chitosane dans ce même bécher de 500mL.

-        Agiter rapidement

-        Réduire la vitesse à 40–50 rpm pendant 15 minutes. Observer la formation des flocs.                                                                

-        Arrêter l’agitation et laisser sédimenter 30 minutes. Observer.

o  Observations :

On observe la formation de flocs. On voit que le liquide est trouble et contient des amas blanchâtres et légers (peu compacts). La floculation est donc modérée car toutes les particules n’ont pas été capturées par les flocs. Après décantation, on observe un dépôt au fond du bécher qui correspond à une sédimentation partielle et une fine couche en surface. Les flocs formés sont donc peu denses. Les causes qui peuvent expliquer ce résultat sont :

-        La dose de chitosane (si trop faible, la floculation sera faible).

-        L’influence du pH (pH optimal vers 5).

-        L’agitation rapide ou lente (dispersion insuffisante ? Casse des flocs ?).

-        Influence de la taille du PS.

On peut également confirmer que la floculation a eu lieu grâce à la méthode de la Cellule de Nageotte avant et après floculation

Avant la floculation, on observe la présence de particules de PS visibles et dispersées de différentes tailles. Après floculation, on voit qu’il y’ a une zone quasiment vide de particules, les particules ont disparus. On peut donc dire que les particules ont été agrégées en flocs plus gros et ces flocs se sont sédimentés au fond du bécher.

13/04

Comptage avant floculation juste après agitation :

On refait un comptage immédiatement après l'agitation, sans ajouter le chitosane. Ça permet de voir si les particules se dispersent bien dans la solution aqueuse.

Comptage après floculation et décantation :

Compter après l'ajout de chitosane et après avoir laissé décanté. Ce qu'il reste en suspension, c'est ce que le chitosane n'a pas capturé.

Pourquoi ces deux compteurs :

Comparer le nombre de particules par litre avant et après la floculation permet de mesurer l'efficacité du chitosane : combien de particules ont été agrégées, combien ont vraiment décanté.

14/04

On retestait le comptage avec la cellule de Nageotte.

15/04

Sur un broyé des particules de PS pour obtenir des particules plus fines (tamis #120, #230).

22/04

On souhaite manipuler avec différentes masses de PS dans les suspensions pour différentes tailles de PS :

·        n° 120 : 0,1 g ; 0,25 g ; 0,5 g                                                                                                    

·        n° 230 : 0,1 g ; 0,25 g ; 0,5 g

On souhaiterait également réaliser les floculations avec différentes concentrations en chitosane :

§  0,25 g/L (Solution fille 1 ou Sf1)

§  0,50 g/L (Solution fille 2 ou Sf2)

§  1,00 g/L (Solution fille 3 ou Sf3)

§  2,00 g/L (solution mère ou Sm)

Pour chaque floculation, on va utiliser 250mL de solution de chitosane de concentration donnée pour 250mL de suspension.

La concentration de la solution mère de chitosan vaut donc 2g/L. On peut donc calculer les facteurs de dilution pour les solutions filles.

o   F(sf1) = 8

o   F(sf2) = 4

o   F(sf3) = 2

Calculons maintenant les volumes et estimons la masse de chitosane à prélever :

-       V(Sf1) = 250 mL/8 = 31,25 mL

-       V(Sf2) = 250 mL/4 = 62,5 mL

-       V(Sf3) = 250 mL/2 = 125 mL 

= ˃ 31,25 + 62,50 + 125 + 250 = 468,75 ml. On fera l'approximation qu'il faut prélever 500mL solution mère. On va donc prendre 1g de chitosane.                                                                                       

Groupe 4 : Des HDES (Hydrophobic Deep Eutectic Solvents ) pour remplacer les solvants classiques, toxiques et volatiles afin de purifier l'eau des micropolluants organiques.