# Projet d'UE 2025-2026 Espace biologie/chimie
# Comment documenter ? [Projets d'UE]
### C'est quoi une documentation ?
Tout projet réalisé partiellement ou intégralement au fablab doit obligatoirement être documenté sur ce wiki ! C’est un peu votre monnaie d’échange pour avoir accès aux outils du Fablab. C’est aussi un prérequis de la Charte des Fablabs.
N'hésitez pas à demander l'aide d'un.e médiateur.ice pour réaliser votre documentation !
La documentation est la trace écrite de toutes les étapes vous ayant permis de réaliser votre projet. Elle vous permet de partager vos erreurs, vos découvertes, vos astuces, vos fichiers... et sera très précieuse pour toute personne cherchant à se former, à s'inspirer, à élaborer un projet similaire.
Elle vous sera également très utile si vous souhaitez revenir plus tard sur ce projet ou sur une des techniques que vous avez utilisée, ainsi que pour communiquer sur ce projet.
Dans le cadre des projets d'UE, elle peut aussi parfois servir d'outil d'évaluation de votre projet.
**Voici les éléments qui doivent obligatoirement figurer sur votre documentation**
- **Nom du projet**
- **Coordonnées** (nom, prénom, adresse mail, cursus / labo)
- **Introduction** (date de début, date de fin estimée, objectifs, contexte)
- **Matériaux / Outils / Machines** (le plus détaillé possible)
- **Construction** (fichiers, photos, code, texte, paramètres d’usinage etc.)
- **Journal de bord** (étapes datées du projet)
> ⭐ Une documentation correcte doit vous permettre de refaire le projet de A à Z plusieurs mois plus tard.
>
> ⭐⭐ Une bonne documentation doit permettre à n’importe quel usager de refaire le projet de A à Z.
>
> ⭐⭐⭐ Une excellente documentation fait tout ça mais permet aussi de comprendre tout le processus itératif
Dans le cadre des projets d'UE, votre enseignant.e peut également vous faire des demandes spécifiques sur la documentation, en particulier quand celle-ci sert de support à votre évaluation. Rapprochez-vous de celui-ci / celle-ci pour vous assurer des critères d'évaluation de votre documentation.
### Où et comment documenter sur ce wiki ?
**Dans le cadre de la documentation des projets d'UE, merci de respecter le processus suivant** :
1. Vous rendre dans la **section [Projets d'UE 2022-2023](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/books/projets-due-2022-2023)**, (elle-même dans l'étagère 2-Projets)
2. Cliquer sur **le chapitre correspondant à votre UE** et **créer une nouvelle page** dans ce chapitre en cliquant sur l'action "Nouvelle page" dans le menu latéral. Cela ouvre une nouvelle page vierge dans un éditeur de texte.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2022-08/nouvelle-page.png)
3. Toujours dans l'éditeur, sélectionner un **modèle de page** en cliquant sur la dernière icône du menu latéral à droite. Cette étape n'est pas obligatoire mais vous permet de plus rapidement inclure les éléments essentiels attendus.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2022-08/template.png)
4. Cela ouvre un volet latéral. Sélectionner le modèle intitulé **"Modèle de documentation générique"** en cliquant sur l'encadré
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2022-08/modele-doc.png)
5. Cela fait apparaître directement le modèle dans l'éditeur de texte. **Tout est prêt** pour que vous commenciez à documenter, il ne reste plus qu'à **modifier le contenu** des différentes sections.
📸 **Ne lésinez pas sur les photos et captures d’écran**
On insère une image en cliquant sur l'icône d'image dans le menu du haut de l'éditeur.
6. Ajoutez un / des tags à votre page.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2022-08/image-1660750178249.png)[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2022-08/image-1660750194669.png)
Entrez les premières lettres du tag puis sélectionnez-le. Vous pouvez ajouter plusieurs tags. Au besoin [voici comment afficher la liste des tags existants](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/books/utilisation-du-wiki-IRi/page/liste-des-tags). Une fois que c'est fait, vous pouvez refermer le volet en cliquant sur la flèche rouge.
Attention de bien sélectionner **un mot-clé existant** et de **ne jamais en créer un nouveau** pour éviter le chaos général !
Si le mot-clé que vous cherchez n'existe pas et que vous pensez qu'il mériterait d'apparaître sur ce wiki, rapprochez-vous d'un.e médiateur.ice ou d'un.e responsable de l'espace.
7. N'oubliez pas d'ajouter vos **fichiers sources** !! Pour cela cliquez sur l'icône de trombone dans la menu latéral de droite. Le volet s'ouvre. Cliquez sur "Uploader un fichier" et glissez-le dans la boîte grise.
[ ](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2022-08/image-1660750477420.png)[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2022-08/image-1660750555924.png)
**Bonne documentation et merci de la part de la communauté des usager.ères du Fablab !**
# UE LU2CI066 - Comprendre les phénomène physico-chimique du quotidien
Descriptif de l'UE :
Enseignantes responsables : Emilie-laure Zins et Vanessa Labet
Mails : emilie-laure.zins@sorbonne-universite.fr ; vanessa.labet@sorbonne-universite.fr
# Groupe 1 : Mouillabilité - Influence de la nature des interactions
#### **Liste des participants :**
- [Tom Abate - Tom.Abate@etu.sorbonne-universite.fr](mailto:Tom.Abate@etu.sorbonne-universite.fr)
- [Georges Aoun - Georges.Aoun@etu.sorbonne-universite.fr](mailto:Georges.Aoun@etu.sorbonne-universite.fr)
- [Samy Berkani - Samy.Berkani@etu.sorbonne-universite.fr](mailto:Samy.Berkani@etu.sorbonne-universite.fr)
- [Aiden Endo - Aiden.Endo@etu.sorbonne-universite.fr](mailto:Aiden.Endo@etu.sorbonne-universite.fr)
- [Cristiano Ferreira Melo - Cristiano.Ferreira\_Melo@etu.sorbonne-universite.fr](mailto:Cristiano.Ferreira_Melo@etu.sorbonne-universite.fr)
- [Melane Jingand - Melane.Jingand@etu.sorbonne-universite.fr](mailto:Melane.Jingand@etu.sorbonne-universite.fr)
I/ Objectif
Cette expérience à pour but de montrer le comportement de l’angle contact de différent liquide sur différente surface. Ces dernières sont le triéthoxy-octylsilane, le carbone et le verre classique non traité
Nous nous sommes divisés en 3 groupes, un groupe pour chaque surface.
II/ Matériel
1. Lames de verre propres
2. Bougie
3. Allumette
4. Micropipette (capable de prélever des volumes de 10 µL)
5. Solvants utilisés : eau ultrapure, acétone, n-hexane, alcool benzylique, acétate d’éthyle, huile de colza, éthanol
6. Un élévateur de laboratoire à vis
7. Objectif macro pour smartphone
8. Smartphone (utiliser un smartphone à une seule caméra ; sur les modèles à objectifs multiples, l’appareil peut basculer sur une autre caméra non équipée de la lentille)
9. Trépied pour stabiliser le smartphone lors des prises de vue
10. Logiciel de mesure d’angle de contact : Mesurim2
III/ Séance 1 :
Groupe silane et verre :
1\_L’objectif de cette séance était de préparer les lames de verre pour le groupe chargé du traitement au triéthoxy-octylsilane et du verre puis de commencer à réaliser le dépôt de ce liquide sur les lames pour le verre. Cependant, en raison du temps nécessaire aux étapes de séchage et de préparation, seules les lames de verre ont pu être préparées. C’est pourquoi les deux groupes ont finalement réalisé les mêmes manipulations au cours de cette séance.
2\_Durant les dix premières minutes de la séance, nous avons préparé une grille pour le suivi des angles de surface. Nous nous sommes également assurés que chacun connaissait les règles de sécurité, puis nous avons préparé le matériel nécessaire (réglage des micropipettes, choix des béchers et préparation des boîtes de Petri).
3\_ Premièrement, nous avons préparé les lamelles de verre en les nettoyants : deux lamelles ont été plongé une bécher contenant 10 mL d’éthanol (de manière que l’éthanol recouvre l’ensemble de la surface de la lamelle) pendant 10 minutes, puis transférées dans un sonicateur contenant 10 mL d’eau déionisée, également pendant 10 minutes, dans un bain à ultrasons.
5\_ Ensuite, nous avons récupéré les lames à l’aide de pinces et les avons placées dans une boîte de Petri. Elles ont été séchées en étuve à 60–80 °C pendant environ 5 minutes (un peu plus dans notre cas). Puis, une fois les lames séchées, elles ont été placées dans une boîte dans le but de les conserver pour la prochaine séance.
6\_ Enfin, nous avons noté l’état des lamelles avant le traitement : aucune observation majeure n’a été remarquée. Le verre reste transparent et pas de trace de poussière.
  
Groupe carbone :
1/ Objectif
L’objectif est d’obtenir une lame de verre recouverte d’un dépôt homogène de suie, voire d’une surface carbonée incapable d’établir des liaisons hydrogène, afin d’y déposer différents liquides et de comparer leurs angles de contact à ceux mesurés sur d’autres types de surfaces.
2/ Etape suivie
- 1. Allumer la bougie.
- 2. Passer une seule face de la lame de verre au-dessus de la flamme jusqu’à obtenir un noircissement homogène par dépôt de suie.
- 3. Placer la lame ainsi recouverte sur l’élévateur de laboratoire à vis, face non noircie vers le bas.
Répéter ces étapes afin d’obtenir deux lames recouvertes de suie, que l’on nommera lamelle A et lamelle B.
- 4. À l’aide d’une micropipette, déposer 10 µL d’eau ultrapure sur la lamelle A et 10 µL d’alcool benzylique sur la lamelle B.
- 5. Fixer l’objectif macro sur le smartphone.
- 6. Installer le téléphone équipé de l’objectif macro sur un trépied, de façon que la prise de vue soit parfaitement alignée avec le plan de l’angle de la goutte.
- 7. Prendre les photographies des gouttes déposées.
Remarques :
- Les mesures d’angles de contact seront réalisées entre les séances
 
IV/ Séance 2
Groupe traitement de verre sans silane
I- Objectifs
L'objectif était de continuer à nettoyer des lamelles afin de permettre le dépôt des gouttes par l'autre groupe. De plus, l'objectif secondaire était de remplir le tableau de données préparé lors de la séance 1 et aussi de s'assurer que les résultats expérimentaux étaient en accord avec les constats théoriques.
II- Manipulation :
Identique à celle de la séance 1 : nettoyages des lames de verres
\*Entre les temps d'attentes, nous avons pu réaliser quelques dépôts de gouttes
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/2sFimage.png)
Groupe traitement de verre triethoxy octylsilane
Expérience : poursuite du traitement du verre avec silane
I - Objectifs
L’objectif de cette séance était de traiter le verre avec le silane ( triethoxyoctylsilane) puis disposer les gouttes des solvants sur ces lames => photographier
II- Préparation avant manipulation :
On a préparé le matériel afin de de traiter le verre avec le triethoxyoctylsilane ( sous la hotte) :
III Traitement du verre
- On met la hotte en marche
- Dans une cuve Coplin propre, verser 40 mL d’eau déionisée.
****
À l’aide d’une micropipette, prélever 500 µL de triéthoxyoctylsilane pour
les deux lamelles , puis les ajouter lentement dans les 40 mL d’eau.
4. Agiter doucement pour homogénéiser (éviter l’émulsion vigoureuse).
6. Retirer la lamelle par un bord propre, égoutter, puis rincer rapidement à
l’éthanol pour éliminer l’excès non fixé.
7. Placer la lamelle sur une boîte propre et cuire au four 120 °C pendant 15
min.
8. Laisser refroidir dans un bain de glace
** **
L'aspect : aucune observation majeure n’a été remarquée. Le verre reste transparent et sa forme n’a pas changé.
Groupe Carbone : poursuite de l’expérience
- 1. Trois nouvelles lames de verre ont été préparées selon le même protocole que celui décrit en (III.1), puis des gouttes des autres solvants (acétone, n-hexane et acétate d’éthyle) y ont été déposées.
- 2. Les gouttes déposées ont été photographiées en suivant la même méthode que précédemment (cf. partie III.2/)
Remarque :
Nous supposons que la couche de carbone interagit avec nos liquides ; cette hypothèse sera vérifiée en comparant les angles de contact obtenus avec ceux mesurés lors de l’expérience 1.
V/ Séance 3
Tous les groupes : poursuite des dépôts des liquides
I - Objectifs
L’objectif de cette séance était de finir les expériences : nous avons terminé le dépôt des différents liquides sur les différents types de verres, puis pris en photo les gouttes afin de les annoter.
II - Travail préparatoire
Durant les dix premières minutes de la séance, nous avons discuté des dépôts de liquide manquants et de la possible formation d’une nouvelle plaque de verre traitée avec du silane (après discussion, nous avons finalement abandonné l'idée).
III - Manipulation
1. Nous avons installé le trépied avec le téléphone fixé dessus, disposé un éclairage doux, puis placé un fond en carton.
****
2. Sur une surface de verre choisie, déposer 20 à 30 µL du liquide à l’aide d’une micropipette munie d’un embout stérile. Nous avons répété l’opération deux fois avec le même liquide afin d’obtenir trois gouttes au total, espacées de 2 à 3 cm.
 
3. Nous avons pris trois photos, une pour chaque goutte du même liquide.
**VI/ Résultat**
Dans ce tableau vous trouverez les différentes valeurs selon les surfaces sur lesquelles les gouttes ont été poser.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/xjcimage.png)
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/PH6image.png)
Légende :
\_case verte : mesure correcte
\_case orange : une des gouttes n’était pas exploitable due à la qualité de la photo
\_case rouge : Mouillage total (pas d’angle entre le liquide et le solide
# New Page
# Groupe 2 - Mouillabilité -Influence de la rugosité (effet lotus)
**Liste des participants :**
- Daniel Farhadian - Daniel.Farhadian@etu.sorbonne-universite.fr
- Alexandre Karachanski - Alexandre.Karachanski@etu.sorbonne-universite.fr
- Mohamed Lafkih - Mohamed.Lafkih@etu.sorbonne-universite.fr
- Sabine Mouheb - Sabine.Mouheb@etu.sorbonne-universite.fr
- Mehmet Ozberk - Mehmet.Ozberk@etu.sorbonne-universite.fr
- Tanguy Tachat -
Problématique: **Comment la rugosité (un facteur physique d'une surface) influence-t-il la mouiabilité?**
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## **Séance 1 : Jeudi 25/09**
Notre objectif pour cette première séance était de préparer plusieurs surfaces préalablement choisies, différentes par leur rugosité superficielle.
Les surfaces retenues étaient : une feuille de figuier (nous avions d’abord envisagé des feuilles de vigne, mais celles de figuier se sont révélées plus rugueuses), du papier Canson 224 g/m², un morceau d’imperméable et une lamelle de verre.
Nous voulions préparer **quatre moulages avec le PDMS** afin de garantir les mêmes interactions chimiques entre le liquide et le solide.
#### Matériel
- moules à tartelette
- balance
- ciseaux
- pipette (découpée pour faire une cuillère)
- PDMS (SYLGARD® 184 Silicone Elastomer Kit)
- endurcisseur (SYLGARD® 184 Silicone Elastomer Curing Agent)
- gobelets en carton
- papier Canson (224 g/m²)
- lamelle de verre
- feuille de figuier
- tissu imperméable
Dès notre arrivée, nous nous sommes répartis en trois groupes :
- **Daniel et Alexandre** se sont occupés de la pesée du PDMS ainsi que de la préparation des différentes surfaces.
- **Mehmet et Mohamed** ont pris en charge la pesée de 3 g d’agent durcisseur et le mélange des deux composés. Ils ont travaillé **sous sorbonne** durant toute la manipulation.
- **Sabine et Tanguy** ont réalisé la mise en moules et le dégazage après moulage.
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##### Étape 1 : Pesée du PDMS
Après avoir ouvert le flacon de PDMS, nous avons prélevé **30 g** à l’aide d’une pipette découpée (utilisée comme cuillère) et d’une balance électronique. Il etait indiqué d'utiliser un rapport PDMS-agent durcisseur de 10:1. Cette étape a nécessité de la précision, car le produit etait visqueux et il était facile d’en renverser sur la balance.
##### Étape 2 : Ajout de l’agent durcisseur
En parallèle, **3 g d’agent durcisseur** ont été pesés. Cette manipulation a été effectuée **sous sorbonne**, comme recommandé par la fiche de données de sécurité, afin d’assurer une bonne ventilation et de limiter tout risque lié au dégagement de gaz.
Une fois les deux composés mesurés, ils ont été versés dans un gobelet en carton, puis soigneusement mélangés afin d’obtenir une solution homogène, toujours sous sorbonne.
##### Étape 3 : Préparation des surfaces
Nous avons découpé les trois matériaux de sorte à obtenir des rectangles d’environ **3 cm × 7 cm**, en veillant à avoir des surfaces planes et régulières.
Concernant la feuille de figuier, nous avons évité de couper au milieu afin de ne pas inclure les nervures principales.
##### Étape 4 : Préparation des moules
Nous avons délicatement posé les surfaces dans les moules, le plus horizontalement possible, afin d’éviter la formation de bulles d’air indésirables et de maintenir une surface plane.
Le mélange **PDMS + agent durcisseur** a ensuite été versé sur les échantillons, puis étalé sur toute la surface.
##### Étape 5 : Dégazage
Les moules préparés ont été placés dans la pompe à vide afin d’éliminer les bulles d’air présentes dans le PDMS. Nous avons remarqué que certaines surfaces réagissaient différemment :
- Sur le **tissu imperméable**, un film s’est formé en surface et des bulles se sont multipliées. Son dégazage a pris beaucoup plus de temps que prévu (**15 à 20 minutes**).
- La **feuille de figuier** a eu tendance à flotter ; nous avons donc été contraints de refaire un nouveau moulage.
- Pour la **lamelle de verre** et le **papier Canson**, l’adhésion semblait plus stable.
##### Étape 6 : Polymérisation au four
Après le dégazage, les moules ont été placés dans un four à **100 °C** afin de favoriser la réticulation du PDMS.
- **Durée : une nuit complète (~12 heures).**
## **Séance du 29/09:**
##### Premièrement nous avons reformé les binômes de la première séances afin de répartir les tâches, Daniel est Alexandre ont travaillé sur les expériences numériques, Memeth et Mohamed ont refait des moules car nous avions peur que nous moules précédent soit trop fin et donc pas exploitable, enfin Sabine et Tanguy ont tentés le démoulage afin d’essayer d’exploiter les moules précédemment préparés.
#### **Partie Memeth et Mohamed: Reproduction de moules plus épais.**
##### Pour cela, nous avons reproduit le protocole précédemment établi en séance 1, mais cette fois ci nous avons fait 80g de PDMS pour 8g d’endurcisseur afin que nos surfaces à mouler soit plus immergé pour avoir de prochain moules plus épais (1~2 mm en première séance contre 1cm d’épaisseur en 2ème séance). Les surfaces qui ont été fait aujourd’hui sont le canson, la feuille de figuier, le textile imperméable et la lame de verre. Suivant le protocole nous avons dégazé le PDMS, puis versé dans des moules à tartelette le PDMS sur les différentes surfaces. Nous avons ensuite dégazé nos préparations de moules afin de retirer un maximum de bulle d’air. Nous avons ensuite mis au four nos préparations afin de polymériser pendant une nuit complète à 100°C afin de favoriser la réticulation du PDMS.
#### **Partie Sabine et Tanguy: Exploitation des moules précédents**
##### Nous avons récupéré nos moules préparés en séance 1. À première vue ceux-ci avaient l’air très fin, certains de nos objets n’étaient pas bien au fond du moules et nous avions pas espoir que notre expérience puisse fonctionner. Nous avons démoulé nos préparations et ensuite nous avons, à l’aide d’un scalpel et de pince très fine, couper et décoller le PDMS des objets (lame de verre, feuille de figuier, textile imperméable et canson). Les plus faciles à démouler étaient la lame de verre, le textile et la feuille canson. Pour la feuille de figuier, c’était compliqué car la feuille avait séché et nous devions décoller petit bout par petit bout de feuille sèche. Nous avons fini par trouver un pinceau, ce qui nous a permis de décoller tout le bout de feuille sèche.
##### Une fois cela terminé, nous avons observé nos surfaces au microscope (cf photo), nous avons pu avoir différentes rugosité mais cela n’était pas précis car le grossissement était seulement de x100, or la rugosité se mesure à l’échelle nanométrique et non à l’échelle microscopique donc cette étude est plus qualitative que quantitative.
##### Enfin, nous avons commencé à réaliser les expériences. Nous avons pris une micro-pipette, et prélevé 30μL. Nous avons déposé la goutte d’eau sur la surface (textile imperméable et feuille de figuier). Nous n'avons pas encore eu le temps d’exploiter nos photos afin de mesurer l’angle de contact, mais nous continuerons en prochaine séance afin de le faire.
#### **Partie Daniel et Alexandre: Début des expériences numériques (phase de test.**
Modélisation numérique
Depuis Classical Surface Wetting Models Retrieved by Heuristic Approach, Computational Exercises, and Experimental Validation
Rong An, Ruizhe Zeng, Junsen Huang, Feng Xu, Haibo Zeng, Zhongyang Dai, Faiz Ullah Shah, Aatto Laaksonen, and Si Lan
Journal of Chemical Education 2024 101 (12), 5221-5230
DOI: 10.1021/acs.jchemed.4c00401
Nous sommes en train de tenter de déterminer quelles valeurs parmi évoluent en fonction de la variation des facteurs θY (angle de contact selon Young en degré), w (largeur en nm), h (hauteur en nanomètre), d (distance entre les rugosités en nm) ou k (coefficient de tronquage du cône). Les différents volumes de rugosités testées sont :
Demi-sphère (θY, w, h=w/2, d)
Cylindre (θY, w, h, d)
Cône tronqué (θY, w, h, d)
Parabole (θY, w, h, d)
Les mesures choisies pour w, h et d sont 10, 50 et 100 nm. Remarque : Pour la demi-sphère, h est automatiquement calculé en h=w/2)
Les mesures pour le coefficient de tronquage du cône k sont de 0.001, 0.25, 0.5, 0.75, 0.999
Le but à travers le test de ces différentes valeurs sur le programme github https://longyun0701.github.io/njust\_chem\_apps/ et de leurs combinaisons est de déterminer quels facteurs influencent quelles valeurs de mouillabilité parmi θW, θCB, et θC, soit dans l’ordre l’angle de contact selon Wenzel, l’angle de contact selon Cassie-Baxter, et l’angle critique de contact marquant la transition de l’état Cassie-Baxter à l’état Wenzel
## **Séance du 02/10:**
#### **Partie Expériences numériques (phase de test)**
Sous conseils des professeures, nous prévoyons finalement dans la semaine qui suit jusqu'à la prochaine séance, de :
-Se fixer une forme à étudier (pas les 4 proposées), par exemple l'hémisphère et faire varier les mesures w, h, d (3 ex par paramètre) en fixant un angle (ou pas?)
-Si très peu de nuances observées, changer la forme en gardant les mêmes variables testées pour déterminer la différence causée par la forme
-Déterminer quelle(s) variable(s) fait varier les angles de contact
-Comparer l'angle de contact du verre en prenant une photo de la goutte et en mesurant l'angle de contact sur Mesurim2 et l'angle d'une surface rugueuse théorique que l'on aura établie sur le logiciel GitHub
#### **Partie Microscope**
Observation au microscope des différents moules PDMS en grossissement x40 et x100
Constat d'une rugosité très différente entre le verre et les autres matériaux étudiés mais pas assez de matériel de précision nanométrique à disposition pour mesurer la rugosité de chaque matériau.
Nous avons à l'aide de l'observation d'une règle graduée au microscope, établi une échelle d'observation pour mesurer les images des observations microscopiques. En observant l'intervalle de deux graduations de la règle au microscope, on arrive à avoir une échelle qui donne pour chaque grossissement.
#### **Partie Exploitation des moules précédents**
Les moules que l'on a refait (feuille de figuier, textile imperméable et canson et scotch nano) en sont sortis plus concluants. On a gardé le moule du verre car il était déjà concluant. Nous avons démoulé encore une fois chaque matériau de son moule PDMS avec scalpel, pince fine et pinceau.
Sous observation des professeures, nous avons déposé 3 gouttes d'eau de 30μ au lieu d'une sur chaque moule PDMS avant de les prendre en photo. Le but est de mesurer les angles d'incidence de ces gouttes disposés à différents endroits sur chaque moule, puis de faire la moyenne de ces angles de contact via Mesurim2 afin et de constater à quel point chaque moule est homogène en surface.
#### **Photos/Images des expériences réalisées en séances:**
Photo du dégazage du moules contenant une feuille de figuier.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/saSimage.png)
Photo de la surface démoulée du textile imperméable (nous ne voyons pas très bien sur la photo la rugosité).
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/y2Yimage.png)
Photo tiré d'une vue microscopique (x100) de la surface "textile imperméable".
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/OiTimage.png)
Photo tiré d'une vue microscopique (x100) de la surface "Papier Canson"
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/4dYimage.png)
Photo tiré d'une vue microscopique (x100) de la surface "Feuille de figuier".
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/whatsapp-image-2025-10-02-a-14-41-12-6b880bef.jpg)
Photo d'une goutte d'eau de 30 microlitres sur le moule PDMS du textile imperméable, pris par un téléphone à l'aide d'une lentille macro additionnelle x25
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/whatsapp-image-2025-10-02-a-15-07-32-0216728b.jpg)
Photo de 3 gouttes d'eau de 30 microlitres sur le moule PDMS du scotch nano, pris par un téléphone à l'aide d'une lentille macro additionnelle x25
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/whatsapp-image-2025-10-02-a-15-03-50-96598511.jpg)
Photo de 3 gouttes d'eau de 30 microlitres sur le moule PDMS du verre, pris par un téléphone à l'aide d'une lentille macro additionnelle x25
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/whatsapp-image-2025-10-02-a-15-15-23-230654a3.jpg)
Photo de 3 gouttes d'eau de 30 microlitres sur le moule PDMS du papier canson, pris par un téléphone à l'aide d'une lentille macro additionnelle x25
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/Howwhatsapp-image-2025-10-02-a-14-38-49-eb00c7fb.jpg)
Photo d'une goutte d'eau de 30 microlitres sur le moule PDMS du textile imperméable, pris par un téléphone à l'aide d'une lentille macro additionnelle x25
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/whatsapp-image-2025-10-02-a-14-47-21-8a73923b.jpg)
Photo d'une goutte d'eau de 30 microlitres sur le moule PDMS de la face arrière de la feuille, pris par un téléphone à l'aide d'une lentille macro additionnelle x25
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/whatsapp-image-2025-10-02-a-14-54-12-a799ba5a.jpg)
Photo d'une goutte d'eau de 30 microlitres sur le moule PDMS de la face arrière de la feuille, pris par un téléphone à l'aide d'une lentille macro additionnelle x25
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/whatsapp-image-2025-10-02-a-15-23-21-75018ba6.jpg)[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/whatsapp-image-2025-10-02-a-15-24-39-4fe57725.jpg)
Photo tiré d'une vue microscopique (x100 puis x40) de la règle graduée
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/whatsapp-image-2025-10-02-a-15-27-30-b0a308ce.jpg)
Photo tiré d'une vue microscopique (x40) du moule de la face avant de la feuille
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/whatsapp-image-2025-10-02-a-15-27-30-2366d2f8.jpg)
Photo tiré d'une vue microscopique (x40) d'une nervure de feuille
# Groupe 3 - Action mouillante des tensioactif
**Liste des participants : **
- Amina Azour - Amina.Azour@etu.sorbonne-universite.fr
- Lisa Chabani - Lisa.Chabani@etu.sorbonne-universite.fr
- Janin Khan - Janin.Khan@etu.sorbonne-universite.fr
- Cédrine Lafaye - Cedrine.Lafaye@etu.sorbonne-universite.fr
- Nicolas Ren - Nicolas.Ren@etu.sorbonne-universite.fr
- Maia Sanchez Villaviciencio-Barille - [Maia.Sanchez\_Villavicencio--Barille@etu.sorbonne-universite.fr](mailto:Maia.Sanchez_Villavicencio--Barille@etu.sorbonne-universite.fr)
Projet n°3 :
***Comment les tensioactifs contenus dans les mousses extinctrices influencent-ils leur pouvoir mouillant ?***
***Séance 1 (25/09/2025) :*** fabrication des moules PDMS et préparation des solutions mères
Partie 1 - Fabrication des moules PDMS
1. Nettoyage d'une lame en verre : rinçage à l'eau distillée → éthanol absolu → séchage. Poser chaque lame sur un plat en carton propre et plat.
2. Tarage du gobelet ; pesée : 10,0 g de prépolymère PDMS.
3. Ajout de 1,0 g d'agent de durcissement au prépolymère (rapport 10:1).
4. Mélangez délicatement pendant 3 à 4 min (évitez l'incorporation de bulles).
5. Coulage du PDMS dégazé sur la lame.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-09/img-20250925-wa0023.jpg)
6. Dégazage en enceinte à vide à température ambiante ≈ 10–15 min.
Peut-être y avoir apparition de mousse dans le mélange de PDMS survenu dans l'enceinte à vide, mais cela va disparaitre au fil des 10-15min.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-09/img-20250925-163818.jpg)
7. Recommencer pour les 6 lames (une par étudiant) et recouvrir chaque lame par du papier aluminium et étiqueter chacune.
Partie 2 — Préparation des solutions mères (100 mM)
1. SDS (LSS) : peser 0,72 g de SDS solide dans une coupelle → verser dans une fiole jaugée de 50 mL avec un entonnoir → ajout d'eau distillée (~2/3 du volume), homogénéisation, compléter au trait de jauge → SDS mère 50 mM. Étiquetage.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-09/img-20250925-wa0029.jpg)
2. CTAB : peser 0.92 g de CTAB solide dans une coupelle → même procédure → CTAB mère 100 mM. Étiquetage.
Si mélange hétérogène et présence de bulles dans les fioles les mettre 10min dans un bain à ultrasons pour homogénéiser le mélange.
**État final**
Moules PDMS : 6 lames moulées. Que nous mettons dans une étuve réglée à 60°C pendant une nuit afin de solidifier le PDMS.
Solutions mères : SDS 50 mM et CTAB 50 mM prêtes et étiquetées.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-09/img-20250925-wa0017.jpg)
***Séance 2 (29/09/2025) :*** découpage du PDMS, préparation des solutions filles et photographie des premières gouttes
Partie 1 : Découpage du PDMS
1. Porter des gants avant de manipuler le PDMS afin de ne pas abîmer la surface.
2. A l'aide d'un scalpel découper délicatement le plat en carton afin d'en décoller le PDMS solidifié et récupérer les lames. (Vraiment délicatement, pas comme nous…)
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-09/img20250929141257.jpg)
3. Mettre de côté les lames de PDMS lorsque chacun a fini sa découpe.
Nous avons remarqué que sur nos lames la quantité de PDMS était insuffisante, il aurait donc fallut mettre plus de PDMS et le concentrer sur la lame et non sur toute la surface du carton.
Pour quand même continuer notre expérience, nous avons décidé d'utiliser notre PDMS mais du coté carton afin d'avoir la même surface pour toutes les lames. De plus il y avait présence de bulles sur plusieurs de nos lames et donc cela nous permettait pas de les utiliser.
Petite note pour la prochaine fois : faire plus de PDMS et bien le verser sur la lame et non partout sur le carton afin d'avoir une belle surface de PDMS facile à démouler et à utiliser par la suite.
Partie 2 : Préparation des solutions filles
Nous avions au préalable calculé le volume Vmère à prélever pour obtenir les concentrations souhaitées. 9 concentrations par solution étaient attendues dont une témoin. Nous avions le tableau ci contre.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/img-4698.jpeg)
1. Avant d'utiliser les solutions mères les placer dans un bain à ultrasons afin de bien homogeiniser le mélange
2. Choisissez les pipettes adaptées à chaque dilution et les laver avec soin à l'eau distillée.
3. Prélever Vmère indiquée avec une pipette → Transférer dans la fiole correspondante → Compléter avec de l'eau distillée jusqu'à Vfille = 50 mL → Boucher et mélanger.
Réaliser la procédure de dilution pour toutes les concentrations nécessaires de SDS et CTAB. L'idéal est de se diviser en 2 groupes de 3 pour une organisation optimale .[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-09/img-20250929-wa0061.jpeg)
Partie 3 : Photographie des premières gouttes
Le plus délicat dans cette partie est la position du téléphone par rapport à notre surface PDMS. Le plus important est de rester fixe afin de ne pas modifier nos valeurs d'angle.
Il sera nécessaire d'utiliser un smartphone, un trépied, une lentille à accrocher au téléphone et un élévateur.
1. Placer le trépied au niveau de l'élévateur préalablement placé sur la paillasse.
2. Installer le téléphone équipé de la lentille (l'idéal est le format paysage).
3. Sur une lame quelconque faire un test avec de l'eau pour voir si les photos sont réussies et permettre une bonne mesure d'angle.
4. Placer une première lame PDMS → Régler une micropipette à 30µL → Prélever de la solution et déposer la goutte sur la lame → Attendre 30 secondes que la goutte se stabilise → Prendre en photo ses exploits → Répéter 3 fois par concentration.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-09/img20250929151734.jpg)
Remarque : Bien penser à indiquer d'une manière quelconque dans sa galerie le changement de solution (nous avons par exemple pris une feuille blanche en photo pour séparer chaque concentration).
Dans cette deuxième séance nous avons pris en photos nos solutions allant de S0 à S3
N'ayant pas assez de bouchon pour nos 18 fioles, nous les avons fermés à l'aide de parafilm pour une conservation en toute sécurité.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-09/img20250929153827.jpg)
***Séance 3 (02/10/2025) :*** Photographie des gouttes
Dans cette séance nous avons réalisé les photos de gouttes de toutes les concentrations de CTAB et de SDS.
Pour préparer l'installation : se munir d'un élévateur où nous allons poser notre lame de PDMS. Se munir d'un trépier afin d'élever le téléphone à la même hauteur que la lame de PDMS et sur le téléphone installer une lentille afin de voir de plus près avec une belle précision.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/whatsapp-image-2025-10-02-a-21-34-21-b42bf6e1.jpg)
Nous recommandons la même installation que la dernière séance soit :
1. Placer le trépied au niveau de l'élévateur préalablement placé sur la paillasse.
2. Installer le téléphone équipé de la lentille (l'idéal est le format paysage).
3. Sur une lame quelconque faire un test avec de l'eau pour voir si les photos sont réussies et permettre une bonne mesure d'angle.
4. Placer une première lame PDMS → Régler une micropipette à 30µL → Prélever de la solution et déposer la goutte sur la lame → Attendre 30 secondes que la goutte se stabilise → Prendre en photo ses exploits → Répéter 3 fois par concentration.
5. Nous avons réalisé cette manipulation pour toutes nos solutions de CTAB ainsi que celle du SDS. [](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/whatsapp-image-2025-10-02-a-21-34-21-6e0f1743.jpg)
***Séance 4 (06/10/2025) :*** Reprise des photos moins réussies
Au cours de cette dernière séance, le groupe s'est divisé en deux équipes de 3 afin de maximiser l'efficacité. Trois d'entre nous étaient au Fablab et trois autres ont commencé à travailler sur la présentation orale.
Au Fablab, l'objectif était de reprendre de meilleures photos pour les gouttes sur lesquelles la mesure d'angle n'était pas parfaite. Le protocole pour la mise en place du matériel ainsi que la prise en photo reste inchangé.
Lorsque nous étions satisfaits de l'ensemble des photos, notre travail au Fablab était définitivement terminé et s'en est suivi une séance vaisselle pour les trois protagonistes sur les lieux qui ont ensuite rejoint les trois autres afin de tous se mettre au travail pour l'oral de la semaine qui suit.
Par la suite nous avions remarqué que nos photos n’étaient pas exactement comme elles devaient l’être, c’est à dire que notre appareil photo était trop haut par rapport à nos lames de PDMS. Bien que nous avions réussi à démontrer ce que nous souhaitions, nos graphiques n’étaient pas comme dans nos attentes. Il est donc important de faire attention à ce détail pour les prochaines fois. Cependant pas d’inquiétude, notre présentation orale était tout de même réussie ! :)
# Groupe 4 - Action solubilisant des tensioactifs
**Liste des participants :**
- Mariam El Nagar - Mariam.El\_Nagar@etu.sorbonne-universite.fr
- Irem Janset Ersan - Irem\_Janset.Ersan@etu.sorbonne-universite.fr
- Lilia Hadoum - Lilia.Hadoum@etu.sorbonne-universite.fr
- Phuong Anh Ho - Phuong\_Anh.Ho@etu.sorbonne-universite.fr
- Sophie Yu-Can Huang - Sophie\_Yu-Can.Huang@etu.sorbonne-universite.fr
- Alae khelladi - Alae.Khelladi@etu.sorbonne-universite.fr
**La Première Séance de FabLab**
25 Septembre 2025
**Démarche :**
Nous cherchons à mettre en évidence expérimentalement l'influence de la concentration en tensioactif, en particulier le SDS (molécule à caractère amphiphile, avec une tête hydrophile ionique et une queue hydrophobe, qui permet de piéger des molécules ex: salissures, insolubles dans l’eau) sur la capacité de la solution à solubiliser une espèce insoluble dans l'eau.
Pour mettre en évidence ce phénomène, nous prendrons comme modèle de salissure une molécule de couleur orange (585-620nm): le 1- (2-pyridyl azo)-2-naphthol (PAN). En absence du tensioactif, on s’attend à 2 phases (phase aqueuse et phase insoluble colorée). En revanche, en présence de celui-ci, l’action solubilisante devrait permettre le mélange des deux phases et on devrait obtenir une solution colorée.
Pour quantifier la part de PAN passent en phase aqueuse, nous réaliserons les mesures d'absorbance (λ~450-490 nm, complémentaire au orange). Si le colorant est non solubilisé, on s’attend à mesurer une faible absorbance de la phase aqueuse et inversement, une augmentation de celle-ci si le colorant se solubilise grâce au tensioactif, lors de la formation des premières micelles. Nous préparerons plusieurs solutions de concentrations différentes en tensioactifs dans lesquelles nous introduirons du colorant PAN puis nous mesurerons l’absorbance de la phase aqueuse afin de quantifier la quantité de PAN passée en phase aqueuse . Grâce à cette première expérience, nous pourrons déterminer la CMC (= la concentration en tensioactif dans un milieu au-dessus de laquelle des micelles se forment spontanément) du tensioactif appelé SDS \[dodécylsulfate de sodium\], par mesure d’absorbance et de conductivité. Les mesures nous permettront de tracer deux graphiques représentant l’évolution de l’absorbance ou de la conductivité en fonction de la concentration en SDS afin de trouver quantitativement la valeur la plus précise de CMC du SDS.
**Nous avons fait 2 groupes de 3:**
**Groupe de dissolution de SDS :**
1. Sophie
2. Anh
3. Mariam
Les matériaux utilisés par le groupe
- SDS en poudre
- De l'eau distillée
- Gants (car SDS et solvants sont irritants)
- Lunettes et blouses
- 1 fiole jaugée de 1L pour la solution mère de SDS
- Balance de précision
- Entonnoir
- Spatule métallique
- Des béchers poubelles
**Le protocole suivi pour cette partie:**
\[ préparation de la solution mère \]
On prend la masse molaire de (SDS) : 288,38 g/mol
1. Peser 10.368 g de SDS à l’aide d’une balance de précision et d’une capsule à peser pour avoir 1L de solution mère de 36 mmol.L-1 . (Nb: Masse réelle de SDS prélevée = 10.3601g)
2. Avec un entonnoir, verser le SDS prélevé dans la fiole jaugée contenant déjà un fond d'eau.
3. Rincer avec de l’eau distillée la capsule et l’entonnoir afin de récupérer le maximum de soluté.
4. Introduire dans la fiole jaugée d’abord environ 800 mL d’eau distillée pour bien agiter et dissoudre le SDS complètement. Une fois dissous, compléter le volume à 1L avec de l’eau distillée à l’aide d’une pipette pasteur.
5. Boucher et homogénéiser le tout.
**Groupe de dissolution de PAN:**
1. Irem
2. Lilia
3. Alae
Les matériaux utilisés par le groupe
- Colorant PAN en poudre
- Solvant pour le PAN: cyclohexane
- Gants
- Lunettes et blouse
- Spatule métallique
- Entonnoir
- Balance de précision
- 1 fiole de 100 mL pour le PAN
- Capsule à peser
- Un bécher poubelle
**Le protocole suivi pour cette partie:**
Afin de réaliser une solution de 100mL de PAN saturée à ~1,6 × 10⁻³.
On prend la masse molaire de (PAN) : 249,27 g/mol.
1. A l’aide d’une balance de précision, d’une capsule de pesée et d’une spatule métallique peser une masse 0,04 g de PAN solide
2. Poser la capsule de pesée sur la balance et effectuer la tare
3. A l’aide de la spatule métallique peser 0,04 g de PAN
4. Verser un fond de cyclohexane dans la fiole jaugée de 100 ml
5. A l'aide de l'entonnoir, transférer cette masse dans la fiole jaugée, prendre soin de rincer au cyclohexane la capsule de pesée et l’entonnoir afin de récupérer le soluté dans la fiole jaugée.
6. Ajouter du cyclohexane dans la fiole jaugée jusqu’aux ⅔ puis agiter par rotation pour favoriser la dissolution du solide.
7. Compléter la fiole avec du cyclohexane jusqu’au trait de jauge.
8. Boucher la fiole et homogénéiser par retournement.
Résumé de la première séance:
Pendant cette première séance de FabLab nous avons pu dissoudre le PAN dans le cyclohexane et préparer la solution mère de SDS à partir des groupes de 3. La préparation de la solution mère a pris du temps car le SDS a formé de la mousse donc l'étape de la dissolution n'était pas complète. Lors de la préparation de la solution mère de SDS, l’agitation de la solution a entraîné la formation de mousse. Afin d’éviter ce phénomène, il aurait été préférable d’ajouter l’eau progressivement et sous agitation douce. L’utilisation d’un bain à ultrasons a pu faciliter la dissolution sans générer de mousse excessive. Nous allons également utiliser une autre technique en éclatant les bulles avec une spatule fine en ajoutant de l'eau distillée sur les bords. Nous allons préparer les solutions filles pendant la prochaine séance en utilisant des pipettes graduées plutôt que des pipettes jaugées pour plus de facilité pendant la pratique.
**La Deuxième Séance de FabLab**
29 Septembre 2025
**Le protocole suivi pour cette partie:**
Les matériaux:
- Fiole jaugée 1L contenant la solution mère de SDS
- 2 Béchers (1 pour la solution mère + 1 bécher poubelle)
- 10 fioles jaugées de 100mL
- Pipettes graduées
- Pipettes pasteur
- Eau distillée
Tableau pour la dilution de SDS \[ préparation des solutions filles \]
|
Solutions
| S1 (solution mère)
| S2
| S3
| S4
| S5
| S6
| S7
| S8
| S9
| S10
|
| Vmère à prélever (mL)
| 0
| 45
| 40
| 35
| 30
| 25
| 20
| 15
| 10
| 5
|
| Concentration fille (mmol/L)
| 36 (cmère)
| 16.2
| 14.4
| 12.6
| 10.8
| 9
| 7.2
| 5.4
| 3.6
| 1.8
|
| Concentration avec la masse de SDS prélevée (=10.3601g)
| 35.93
| 16.17
| 14.37
| 12.58
| 10.78
| 8.98
| 7.19
| 5.39
| 3.59
| 1.79
|
| Solutions | S1 | S2 | S3 | S4 | S5 | S6 | S7 | S8 | S9 | S10 |
| σ (**mS/cm**) | 45.16 | 24.43 | 22.33 | 20.95 | 19.25 | 17.68 | 15.17 | 11.29 | 7.83 | 3.947 |
- Solution étalon: KCl σ = 12.88 mS/cm (0.1M)
- T= 25°C
| Solutions | S1 | S2 | S3 | S4 | S5 | S6 | S7 | S8 | S9 | S10 |
| σ (**μS/cm**) | 2547 | 1363 | 1261 | 1186 | 1095 | 1011 | 843.4 | 631.5 | 442.4 | 221.8 |
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-09/mesures-de-conductivite-des-10-solutions-filles-a-differentes-concentrations-realisees-avec-les-solutions-e)
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-09/mesures-de-conductivite-des-10-solutions-filles-a-differentes-concentrations-realisees-avec-la-solution-eta)
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-09/mesures-de-conductivite-des-10-solutions-filles-a-differentes-concentrations-realisees-avec-la-solution-eta)
**Conclusion :**
La préparation des solutions a été globalement réussie, malgré quelques incertitudes liées à la présence de mousse. Les mesures de conductivité ont pu être réalisées dans de bonnes conditions après l’étalonnage de l’appareil. Lors de la prochaine séance, nous poursuivrons l’analyse en mesurant **l’absorbance** des mêmes solutions, ce qui nous permettra de mieux caractériser leur comportement.
**Troisième séance de FabLab**
2 octobre 2025
**Le protocole suivi pour cette partie:**
Matériel:
- 10 béchers de ~20 mL
- Cuves jetables pour mesurer dans le spectrophotomètre
- Spectrophotomètre capable de mesurer 300-700 nm
- Pipette jaugée de 10 mL
- Micropipette 500 μL pour prélever le volume de PAN
- Cône en plastique jetable
- Bécher poubelle
- Bécher pour verser les solutions à prélever
- Les 10 solutions filles diluée
- Solution de PAN
- 10 pipettes pasteur
- Eau distillée
Réalisation des solutions de SDS contenant du pan:
1. Étiqueter 10 petits béchers. Prélever à l'aide d'une pipette jaugée (préalablement rincé à l'eau distillé et à la solution fille qui va être prélevée) 10mL de solution filles de SDS \[ préparée lors de la séance 1 \] dans un bécher.
2. Sous sorbonne, prélever à l'aide d'une micropipette réglé à 500µL ayant à son extrémité un cône jetable en plastique, 500 μL de la solution saturée de PAN \[ préparé lors de la séance 1 \] dans du cyclohexane.
3. Ajouté ces 500µL de PAN au bécher de solution de SDS.
4. Agiter doucement
5. Sous sorbonne, laisser évaporer le cyclohexane ~ 20 min pour permettre le développement de couleur. Si évaporation trop lente, laissez plus longtemps - surtout ne pas chauffer directement.
6. Préparer aussi un témoin en faisant exactement la même manipulation mais avec de l’eau à la place du SDS, laisser évaporer. Ce témoin servira de comparaison et à mettre à zéro le spectrophotomètre \[ il contient du PAN traité de la même façon mais sans SDS \]
Mesure d'absorbance:
L’un des objectifs de la mesure d'absorbance est de prouver expérimentalement que les tensioactifs permettent effectivement de solubiliser un composé initialement insoluble, dans l’eau. En effet grâce à cette manipulation il sera possible de visualiser ce phénomène à la fois au niveau macroscopique (on passe de deux phases distinctes à un mélange unicolore) mais également au niveau microscopique grâce à la détermination de la CMC par la suite.
Pour chaque solution fille:
1. Allumer le spectrophotomètre, régler la longueur d’onde à 478 nm.
2. Remplir une cuve jetable avec le témoin \[ préparé \] afin de faire la mise à zéro.
3. Prélever la partie aqueuse du liquide du premier échantillon à la pipette pasteur, le verser dans la cuve puis le déposer dans le spectrophotomètre de sorte à ce que les faces lisses de la cuve soient parallèles et en direction du faisceau.
4. \[ Marquez le coté de la cuve au marqueur indélébile pour garder la même orientation et nommer tous les échantillons par la suite \]
5. Attendre la stabilisation de la lecture et noter l’absorbance et la température affichée.
6. Réaliser 3 répétitions \[ jeter la cuve, remplir une nouvelle, replacer et mesurer à nouveau \] afin d’enregistrer les valeurs A₁, A₂, A₃ et calculer la moyenne et l’écart-type afin d’avoir une valeur plus précise
7. Répéter pour toutes les solutions filles le même processus, de la plus diluée à la plus concentrée afin de ne pas se mélanger \[ ou inversement \]
****Objectif de la séance :****
Lors de cette séance nous avons dans un premier temps, réaliser les solutions à analyser par absorbance constitué de solution fille de tensioactif SDS avec un ajout de PAN colorant orange insoluble dans l'eau. Puis dans un second temps, nous sommes passé à l'analyse de mesure d'absorbance par spectrophotométrie de ces solutions.
**Traitement des données pour détermination de la CMC par conductivité :**
Nous avons également amélioré la représentation graphique des valeurs de conductivité. Pour chaque série de valeurs mesurée après callibration avec une solution étalon (KCl 0.1M ou 10^-5M), on constate que sur la représentation graphique, le point de pivot de la courbe correspond à la conductivité de la solution à 9 mmol/L. Bien que les valeurs diffèrent avec calibrage d'une solution étalon à l'autre, on peut voir qu'elles sont toujours exploitables et permettent de déterminer la CMC.
Pour cela, on obtient un graphique avec l'allure de deux droites qui se coupent en un point, l'abscisse x de ce dernier correspond alors à la CMC. Nous devons alors évaluer quelle serait la "meilleure courbe" à prendre en compte en faisant apparaitre ou non sur l'une des deux droite la conductivité de la solution à 9 mmol/L. Un outil qui nous permet d'évaluer ce point est le R^2, plus il est proche de 1, plus le modèle de régression est précis.
Pour les mesures réalisées après calibrage avec la solution étalon KCl σ = 12.88 mS/cm (0.1M):
| Solutions | S1 | S2 | S3 | S4 | S5 | S6 | S7 | S8 | S9 | S10 |
| Concentration (mmol/L) | 36 | 16.2 | 14.4 | 12.6 | 10.8 | 9 | 7.2 | 5.4 | 3.6 | 1.8 |
| σ (μS/cm) - Étalon KCl (0.1M) | 2547 | 1363 | 1261 | 1186 | 1095 | 1011 | 843.3 | 631.5 | 442.4 | 221.8 |
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/mesures-de-conductivite-des-10-solutions-de-sds-a-differentes-concentrations-solution-etalon-kcl-0-1-m-1.pn)
Pour ce graphique, le point à 9 mmol/L fait partie de la droite rouge et de la droite bleue. On peut voir que R^2 est aussi assez proche de 1 donc nos valeurs sont cohérentes avec le modèle de régression linéaire. En mettant en équation les deux équations de droite, on obtient:
57.6x + 460 = 110x +36.2
x = 8.09 mmol/L
- Si on enlève le point à 9 mmol/L de la droite en rouge, on a R^2=0.998 et R^2=0.999
57.6x + 460 = 114x + 21.3
x = 8.37 mmol/L
- Si on enlève le point à 9 mmol/L de la droite en bleu, on a R^2=0.999 et R^2=0.998
58.3x + 441 = 110x + 36.2
x = 7.83 mmol/L
Pour les mesures réalisées après calibrage avec la solution étalon KCl σ = 84μS/cm (10^-5M):
| Solutions | S1 | S2 | S3 | S4 | S5 | S6 | S7 | S8 | S9 | S10 |
| Concentration (mmol/L) | 36 | 16.2 | 14.4 | 12.6 | 10.8 | 9 | 7.2 | 5.4 | 3.6 | 1.8 |
| σ (μS/cm) - Étalon KCl (10^-5M) | 45160 | 24430 | 22330 | 20950 | 19250 | 17680 | 15170 | 11290 | 7830 | 3947 |
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/mesures-de-conductivite-des-10-solutions-de-sds-a-differentes-concentrations-solution-etalon-kcl-10-5-m.png)
Pour ce graphique, le point à 9 mmol/L fait partie de la droite rouge et de la droite bleue.En mettant en équation les deux équations de droite, on obtient:
1028x + 8005 = 1934x +742
x = 8.02 mmol/L
- Si on enlève le point à 9 mmol/L de la droite en rouge, on a R^2=0.999 et R^2=0.999
1028x + 8005 = 2063x + 277
x = 7.47 mmol/L
- Si on enlève le point à 9 mmol/L de la droite en bleu, on a R^2=0.999 et R^2=0.995
1037x + 7758 = 1934x +742
x = 7.82 mmol/L
Conclusion:
On sait que la valeur théorique de la CMC du SDS est à 8.2 mmol/L. On choisira le modèle de régression pour lequel l'abscisse de l'intersection des deux droites sera le plus proche de cette valeur. On a alors:
| Solution étalon σ = 12.88 mS/cm (0.1M)
| Solution étalon KCl σ = 84μS/cm (10^-5M) |
| 57.6x + 460 = 110x +36.2
x = 8.09 mmol/L
| 1028x + 8005 = 1934x +742
x = 8.02 mmol/L |
| [](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/mesures-de-conductivite-des-10-solutions-de-sds-a-differentes-concentrations-solution-etalon-kcl-0-1-m-1.pn)
| [](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/mesures-de-conductivite-des-10-solutions-de-sds-a-differentes-concentrations-solution-etalon-kcl-10-5-m.png) |
**Traitement des données pour détermination de la CMC par l’absorbance**
| Solutions | S1 | S2 | S3 | S4 | S5 | S6 | S7 | S8 | S9 | S10 |
| Concentration (mmol/L) | 36 | 16.2 | 14.4 | 12.6 | 10.8 | 9 | 7.2 | 5.4 | 3.6 | 1.8 |
| Absorbance | 0.476 | 0.484 | 0.514 | 0.487 | 0.392 | 0.428 | 0.383 | 0.152 | 0.033 | 0.038 |
Par le même raisonnement, on va ajuster le point à 9mmol/L pour obtenir le modèle de régression le plus précis et cohérent avec la valeur théorique.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/mesures-dabsorbance-des-10-solutions-de-sds-a-differentes-concentrations-a-l478nm.png)
Pour ce graphique, le point à 9 mmol/L fait partie de la droite rouge et de la droite bleue.En mettant en équation les deux équations de droite, on obtient:
1.46E-03\*x + 0.439 = 0.0628\*x + -0.132
x = 9.30 mmol/L
- Si on enlève le point à 9 mmol/L de la droite en rouge, on a R^2=0.104 et R^2=0.827
1.46E-03\*x + 0.439 = 0.0641\*x + -0.137
x = 9.20 mmol/L
- Si on enlève le point à 9 mmol/L de la droite en bleu, on a R^2=0.043 et R^2=0.901
9.36E-04\*x + 0.454 = 0.0628\*x + -0.132
x = 9.47 mmol/L
Conclusion:
On peut voir sur le graphique et aussi à partir de notre R^2 que notre modèle de régression n'est pas précis. Les points de mesures ne sont pas bien alignés pour bien déterminer le point de pivot et par conséquent la CMC. La résolution des équations de droite nous donne aussi une valeur de CMC qui n'est pas proche de la valeur théorique. Pour cela, nous proposons de refaire les mesures d'absorbances lors de la prochaine séance afin d'améliorer notre résultat.
**La Quatrième Séance de FabLab**
06/10/2025
Lors de cette séance nous avons divisé le groupe en deux, trois d'entre nous: Anh, Mariam et Lilia ont refait les mesures d'absorbance pendant que les trois autres: Irem, Sophie et Alae ont commencé à rédiger le compte rendu. Les mesures ont été réaliser en suivant le même protocole qu'à la séance précédente et répété trois fois.
Voici les mesures obtenue à l'issue des trois expériences:
| solutions | S1 | S2 | S3 | S4 | S5 | S6 | S7 | S8 | S9 | S10 |
| Concentrations | 36 | 16.2 | 14.4 | 12.6 | 10.8 | 9 | 7.2 | 5.4 | 3.6 | 1.8 |
Absorbance | **1.584** | **1.737** | **1.782** | **1.572** | **0.961** | **0.866** | **0.76** | **0.388** | **0.15** | 0.034 |
| **1.921** | **1.368** | **1.41** | **1.512** | **1.008** | **0.962** | **0.8** | **0.402** | **0.154** | **0.031** |
| **1.692** | **1.507** | **1.296** | **1.379** | **0.974** | **0.881** | **0.733** | **0.389** | **0.141** | **0.03** |
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/nV3image.png)
*Rem: Pour ce graphique, les points de même couleur représentent une série de mesures. Les droites de même couleur indiquent la régression linéaire appliquée séparément aux données avant et après la CMC*
Valeur de la CMC pour les différentes mesures
bleu:x≈11,16mmol/L
rouge:x≈9,75mmol/L
vert:x≈10,11mmol/L
Conclusion: Nous avons voulu refaire les mesures d'absorbance afin d'améliorer nos valeurs expérimentales. Cependant, les CMC obtenus sont moins proche de la valeur théorique que celle obtenue lors de la séance précédente qui est de 9.30 mmol/L, cela peut être due a la durée écoulée entre la réalisation des solutions filles et les mesures.
# Groupe 5 - Séparation de deux constituants d'un mélange
**Liste des participants :**
- Katia Bourcier - Katia.Bourcier@etu.sorbonne-universite.fr
- Umberto-Gédéon Detomassi - Umberto-Gedeon.Detomasi@etu.sorbonne-universite.fr
- Emma Dujardin - Emma.Dujardin@etu.sorbonne-universite.fr
- Lucas Guittin Zayas - Lucas.Guittin--Zayas@etu.sorbonne-universite.fr
- Meryem Habel - Meryem.Habel@etu.sorbonne-universite.fr
- Immene Sophia Mokhtari - [Immene\_Sophia.Mokhtari@etu.sorbonne-universite.fr](mailto:Immene_Sophia.Mokhtari@etu.sorbonne-universite.fr)
Compte rendu fablab projet 5
Projet n°5: Séparation de deux constituants d’un mélange
Objectif de l’expérience:
Dans cette expérience, nous tentons de séparer deux solutions colorées mélangées, une bleue et une rouge, en fonction de leur affinité avec des tensioactifs chargés électriquement. En effet, nous préparerons une solution aqueuse de colorant rouge (Rouge allura, chargé négativement) et une solution aqueuse de colorant bleu (Bleu de méthylène, chargé positivement) que nous mélangerons ensemble dans deux béchers et tenterons de séparer. Les tensioactifs en question seront le CTAB (chargé positivement) et le SDS (chargé négativement), chacun réagira avec le colorant de charge opposée en formant des bulles colorées, laissant la solution colorée non compatible électriquement derrière. Ainsi, les deux solutions restantes seront rouge et bleue et, théoriquement, devraient avoir la même absorbance que les solutions initiales. Pour raisons de confort au niveau de la lecture des spectres d’absorbance, nous choisirons de concentrer nos solutions de manière à obtenir une absorbance aux alentours de 1, aux longueurs d’onde respectives pour les solutions colorées individuelles et aux DEUX longueurs d’onde (625nm et 525nm) pour le mélange.
Séance 1: Préparation des mélanges, 25/09/2025
Lors de cette séance nous nous sommes concentrés sur la préparation des solutions dont nous aurons besoin lors de l’expérience, à savoir deux solutions de tensio-actifs (CTAB et SDS) et deux solutions de colorants (rouge allura et bleu de méthylène). Nous avons formé plusieurs petits groupes pour se répartir les tâches en ce jour:
- Lucas GUITTIN-ZAYAS et Umberto-Gédéon DETOMASI se sont occupés de préparer la solution de rouge allura
- Emma DUJARDIN s’est occupée de préparer les solutions de tensio-actifs
- Immene Sophia MOKHTARI et Meryem HABEL se sont occupées de préparer la solution de bleu de méthylène
Chacun des participants s'est occupé de prendre des clichés de leurs manipulations.
Préparation du bleu de méthylène :
- Étalonnage du spectrophotomètre à 625nm
- Verser 50 mL d’eau distillée dans un bécher et quelques gouttes de colorant bleu dans un autre bécher. Nous prélèverons le colorant directement dans ce bécher.
- Ajouter 20μL de colorant à la micro-pipette, mélanger
- Mesurer l’absorbance à λ=625 nm et ajuster la concentration du colorant
- Si l’absorbance est inférieure à 1, ajouter des gouttes de colorant bleu, si supérieure, ajouter de l’eau distillée afin d'avoir une absorbance égale ou proche de 1
- Réaliser le spectre de la solution de bleu dans le domaine visible (400-800nm)
Nous avons fait plusieurs mélanges test avant d’aboutir à une bonne concentration.
- Test 1 :
Préparation 1: 10 mL d’eau distillée + 1 goutte de bleu de méthylène à la pipette pasteur
Résultat : A = 3,42 à 625 nm → La solution est trop concentrée.
- Test 2:
Préparation 2: 20 mL d’eau distillée + 1 goutte de bleu de méthylène à la pipette pasteur
Résultat : A = 3,11 à 625 nm → La solution est encore trop concentrée.
- Test 3:
Préparation 3: 200 mL d’eau distillée + 1 goutte de bleu de méthylène à la pipette pasteur.
Résultat : A = 0,242 à 625 nm → La solution n’est pas assez concentrée.
Nous nous sommes ici rendu compte que les gouttes de pipette pasteur n’avaient pas toutes le même volume et faussaient ainsi nos mesures. L’utilisation de la pipette pasteur rendait notre expérience non reproductible, nous avons donc choisi de reprendre nos mesures en utilisant une micropipette allant de 20μL à 200μL
- Test 4 (optimal) :
Préparation 4: 100 mL d’eau distillée + 20 μL de bleu de méthylène à la micro-pipette.
Résultat : A = 1,019 à 625 nm → La concentration est adaptée.
Vérification à λ= 525 nm, A = 0,093.
Nous en déduisons que le bleu de méthylène absorbe très peu dans cette région.
Nous avons personnellement trouvé ce jour là que l’absorbance de 1 était atteinte lorsque le mélange était constitué de 20μL de colorant ainsi que de 100 mL d’eau distillée.
Préparation du Rouge Allura :
- Étalonnage du spectrophotomètre à 525nm
- Verser 50 mL d’eau distillée dans un bécher et quelques gouttes de colorant rouge dans un autre bécher. Nous prélèverons le colorant directement dans ce bécher.
- Ajouter 58 μL de colorant rouge allura et mélanger.
- Mesurer l’absorbance à λ=525 nm et ajuster la concentration du colorant
- Si l’absorbance est inférieure à 1, ajouter des gouttes de colorant de Rouge Allura et, si supérieure, ajouter de l’eau distillée afin d'avoir une absorbance égale à 1
- Réaliser le spectre de la solution de Rouge Allura dans le domaine visible (400-800 nm)
Pour la solution de rouge allura, nous avons directement commencé par des mesures avec une micropipette, ce qui a permis de recommencer l’expérience de manière exacte, sans imprécision sur les gouttes de colorant.
Nous avons fait plusieurs mélanges test avant d’aboutir à une bonne concentration.
- Essai 1 : 50 mL d’eau distillée, 1 mL de colorant
- Résultat: A> 3 -> La solution est trop concentrée
- Essai 2 : 50 mL d’eau distillée, 20 μL de rouge allura
- Résultat: A= 0,741 -> La solution n’est pas assez concentrée
- Essai 3 : 50 mL d’eau distillée, 68 μL de rouge allura
- Résultat: A=1,055 -> La solution est bien concentrée
Préparation des tensioactifs :
1. Solution de CTAB
- Dans une coupelle posée sur une balance tarée (de précision p=0.1mg), peser 0.25g de poudre de CTAB
- A l’aide d’un entonnoir à solide, verser la poudre de CTAB dans une fiole jaugée de 50mL
- Rincer l’entonnoir à l’eau distillée afin de minimiser les pertes
- Verser de l’eau distillée jusqu’aux ⅔ de la fiole, reboucher la fiole et secouer délicatement afin d'éviter que de la mousse se forme
- Compléter la fiole jusqu’au trait de jauge à l’eau distillée et secouer légèrement afin que l'entièreté de la poudre soit dissoute
2. Solution de SDS
On cherche d'abord à calculer la masse m(SDS) de SDS à prélever:
On sait que :
- CMC (SDS) = 0.92mM
- CMC (CTAB) = 8.2mM
- C (CTAB) = 0.012mol/L
C(SDS)=(CMC(SDS)\*C(CTAB))/CMC(CTAB)=(8.2\*0.012)/(0.92)=0.12mol/L
**m(SDS)=**C(SDS)\*M(SDS)\*Vsol=0.12\*288\*0.50=**1.73g**
- Dans une coupelle posée sur une balance tarée (de précision p=0.1mg), peser 1,73g de poudre de SDS
- A l’aide d’un entonnoir à solide, verser la poudre de SDS dans une fiole jaugée de 50mL
- Rincer l’entonnoir à l’eau distillée afin de minimiser les pertes
- Verser de l’eau distillée jusqu’aux ⅔ de la fiole, reboucher la fiole et secouer délicatement afin d'éviter que de la mousse se forme
- Compléter la fiole jusqu’au trait de jauge à l’eau distillée et secouer légèrement afin que l'entièreté de la poudre soit dissoute
Lors de la préparation de SDS, au moment de secouer une première fois (lorsque la fiole est remplie jusqu’aux ⅔), notre mélange a commencé à mousser, nous avons donc utilisé un bain à ultrasons pendant une dizaine de minutes afin de faire retomber les bulles. Nous avons pu compléter par la suite avec de l’eau distillée jusqu’au trait de jauge tout en vérifiant que la totalité de la poudre a bien été dissoute.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/image.jpeg)
A la fin de cette séance, Umberto et Immene se sont occupés de réaliser de petits mélanges des solutions rouge et bleue. Le reste du groupe s’est occupé de faire la vaisselle. Nous avons ainsi remarqué lors des mesures d’absorbance des solutions violettes que le colorant bleu absorbait également en λ= 525 nm, ce qui rend l’absorption en cette longueur d’onde trop haute par rapport à ce que l’on souhaite obtenir. Nous songerons pour la prochaine fois à baisser la concentration de la solution rouge afin d’avoir des absorbances plus proches de 1, pour un mélange avec 50% de rouge et 50% de bleu.
Séance 2 : (Re)préparation des mélanges et premier test,29/09/2025
1- Erreur sur les volumes de tensioactifs
Après avoir remis quelques minutes les deux tensioactifs dans le bain à ultrason pour re dissoudre légèrement les mélanges et les débuller, nous avons pu constater que les liquides dépassaient légèrement le trait de jauge.
Nous avons pu calculer ce volume en plus avec la formule du volume d’un cylindre V=pi\*r^(2)\*h, avec r=1.3/2 cm et h=0.5cm. Nous obtenons :
V=pi\*(1.3/2)^(2)\*0.5= 0.66mL, ce volume est négligeable comparé au reste de la solution et ne sera pas problématique pour le reste de l’expérience.
2- Premier test de séparation des colorants:
Pour cette deuxième séance, nos solutions étaient toutes prêtes et nous pouvions commencer. Nous avons donc recommencé nos solutions colorées rapidement et avons pu procéder aux mélanges, composés de 50% de bleu et de 50% de rouge. L’objectif était de préparer deux solutions violettes de 500 mL, dans laquelle nous voulions mettre du SDS d’une part et du CTAB d’autre part. Pour cela, nous avons préparé deux solutions de 500mL de rouge et de bleu. Or, deux problèmes se sont posés lors de cette séance:
Nous nous sommes rendu compte que lorsque nous prélevions le colorant bleu avec la micropipette réglée à 20 μL, nous prélevions en fait 200 μL (en appuyant jusqu’au bout avant de prélever, plutôt que jusque la résistance). Nous avons donc dû refaire la solution initiale de bleu pour s’assurer que l’absorbance à 1 était bel et bien atteinte avec 100mL d’eau et 200 μL de colorant et non plus ou moins, l’erreur n’a pas tant posé de problème. Nous avons donc recalculé les volumes de colorants à prélever pour les grandes solutions colorées. A partir de cela, nous avons pu les préparer :
-une solution rouge de 500mL d’eau distillée à laquelle nous avons ajouté 1,1 mL de colorant rouge. Umberto et Lucas se sont chargés de la faire, dans une burette graduée de 500mL.
-une solution bleue de 500mL d’eau distillée à laquelle nous avons ajouté 4mL de colorant bleu. Immene, Emma et Meryem se sont chargés de la faire dans une burette graduée de 500mL. Nous nous sommes tous rendu compte que la solution bleue avait l’air un peu trop concentrée par rapport à ce qu’elle était sur de petits volumes, mais nous avons continué l’expérience avec.
Nous avons ensuite préparé deux solutions violettes de 500mL en versant 250mL de chaque solution colorée dans deux grands béchers de 800mL. Les mélanges étaient tous deux très bleus, ce qui n’était pas normal.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/huhimage.png)
Par manque de temps, nous avons procédé à l’expérience en ajoutant 5mL de tensioactif dans les deux mélanges et les tuyaux reliés aux pompes à air (que nous avons par la suite actionnées, elles servent à accélérer la réaction de création des bulles). L’absorbance des solutions à 525nm et 625nm ont été prises et étaient nettement au delà de 1, et nous avons lancé le chronomètre afin de prélever des cuves toutes les 2minutes. Pendant qu’Umberto, Lucas et Emma s’occupaient de la réaction, Immene et Meryem ont essayé de trouver l’erreur qui a pu conduire à la solution bleue qui soit si concentrée.
Lors de la réaction, on a pu remarquer qu’une des deux ne moussait pas assez mais avait une assez bonne couleur, l’autre moussait sans problème mais n’avait pas la bonne couleur.
Tous les membres du groupe se sont ensuite chargés de faire la vaisselle.
A noter: il est important de poser les béchers dans une sorte de cuve/boîte où tombera la mousse car cette dernière est très épaisse, tâche beaucoup et a du mal à s’enlever.
Séance 3: Correction des mélanges et test final optimal, 02/10/2025
Pour cette séance, nous avions pour objectif de rattraper le retard prit sur les premières séances au niveau des solutions colorées. Nous avons commencé par régler l’incertitude sur la concentration en colorant bleu à utiliser, survenue à cause de l’erreur de manipulation de la micropipette. Nous avons donc refait nos mélanges sur de petites doses pour nous assurer des concentrations à choisir sur les grandes doses. Dans un bécher de 100mL, nous avons ajouté 50mL d’eau distillée avec 110μL de colorant rouge, puis, nous avons ajouté 50mL d’eau distillée. Notre choix était de procéder par “balayage”: ajouter à la solution que nous venons de faire 20μL de colorant bleu, mesurer son absorbance puis ajuster si pas assez, en prenant bien soin de REMETTRE le contenu de la cuve dans le mélange après chaque mesure d’absorbance. Nous en avons finalement conclu que les concentrations idéales pour le mélange, afin d’avoir une absorbance de 1, étaient de:
-Solution rouge: 50mL d’eau distillée et 110μL de colorant rouge allura
-Solution bleue: 50mL d’eau distillée et 200μL de colorant bleu de méthylène.
Une fois que nous nous sommes tous mis d’accord sur la qualité idéale de ce mélange, nous avons fait un produit en croix afin de trouver le volume à prélever de colorants pour des solutions de 500mL chacun. C’est là que nous nous sommes rendu compte de l’erreur survenue lors de la séance 2:
Il s’agissait d’un quiproquo qui a conduit à une erreur de calcul. En effet, chaque groupe a préparé sa solution bleue ou rouge dont l’absorbance était de 1, donc pour avoir un mélange qui vérifie ABS=1 également, nous devions doubler le volume de colorant introduit OU diviser le volume d’eau distillée utilisé. Une simple erreur de communication a conduit au fait de penser que la solution de bleu (ABS=2) était en fait de 25mL d’eau pour 200μL de colorant, soit DEUX fois la concentration requise. Nous avions donc prélevé 4mL pour le grand mélange (de 500mL) au lieu de 2mL, ce qui explique pourquoi la solution était trop bleue. Après avoir compris notre erreur, nous nous sommes empressés de refaire nos solutions avec les volumes corrects et de lancer l’expérience. Les solutions finales étaient donc les suivantes:
-Solution rouge: 500mL d’eau distillée, 1,1mL de colorant rouge allura
-Solution bleue: 500mL d’eau distillée, 2mL de colorant bleu de méthylène
-Solution violette C: 250mL de solution rouge, 250mL de solution bleue, 5mL de CTAB
-Solution violette S: 250mL de solution rouge, 250mL de solution bleue, 5mL de SDS
Notre début d’expérience ressemblait à cela:
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/xQgimage.jpeg)
Nous avons d’abord actionné les pompes à air puis, en même temps, ajouté 5mL de tensioactifs dans les béchers (SDS à gauche et CTAB à droite) et actionné le chronomètre (afin de prendre des mesures d’absorbance des solutions toutes les 2 minutes). Au bout de 5 minutes, nous nous sommes rendu compte que la solution dans laquelle nous avons ajouté le SDS ne moussait pas :
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/x4Himage.png)
Nous avons donc choisi de rajouter 5mL de SDS dans cette solution uniquement. Après cela, le problème était réglé et la solution s’est mise à mousser correctement :
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/FhJimage.jpeg)
Avant les dernières mesures d’absorbance, nous avons doublé la concentration de tensioactifs dans les solutions, nous avons donc rajouté 10mL de SDS dans la solution de gauche et 5mL de CTAB dans la solution de droite :
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/HgJimage.jpeg)
Notre expérience s’est réalisée à merveille, nous avons pu séparer les deux solutions colorées. La vaisselle a été réalisée pendant l’expérience, nous n’avions plus qu’à nettoyer les béchers et jeter la mousse. Les absorbances de chaque prélèvement ont été re-mesurées par précaution et nous avons pu tracer nos spectres d’absorbance sur le domaine visible pour les solutions colorées et le mélange.
Séance 4: Nettoyage de la vaisselle utilisée, 06/10/2025
Notre expérience étant finie, nous nous sommes focalisés sur l’écriture du compte-rendu et de l’oral concernant l’expérience. Lucas s’est chargé de nettoyer la vaisselle utilisée et de jeter les solutions de tensioactifs restantes. Il est ensuite allé rejoindre Emma, Immene et Meryem dans la préparation des comptes rendus oraux et écrits.
# Groupe 2 - Mouillabilité -Influence de la rugosité (effet lotus)
**Liste des participants :**
- Daniel Farhadian - Daniel.Farhadian@etu.sorbonne-universite.fr
- Alexandre Karachanski - Alexandre.Karachanski@etu.sorbonne-universite.fr
- Mohamed Lafkih - Mohamed.Lafkih@etu.sorbonne-universite.fr
- Sabine Mouheb - Sabine.Mouheb@etu.sorbonne-universite.fr
- Mehmet Ozberk - Mehmet.Ozberk@etu.sorbonne-universite.fr
- Tanguy Tachat -
Problématique: **Comment la rugosité (un facteur physique d'une surface) influence-t-il la mouiabilité?**
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## **Séance 1 : Jeudi 25/09**
Notre objectif pour cette première séance était de préparer plusieurs surfaces préalablement choisies, différentes par leur rugosité superficielle.
Les surfaces retenues étaient : une feuille de figuier (nous avions d’abord envisagé des feuilles de vigne, mais celles de figuier se sont révélées plus rugueuses), du papier Canson 224 g/m², un morceau d’imperméable et une lamelle de verre.
Nous voulions préparer **quatre moulages avec le PDMS** afin de garantir les mêmes interactions chimiques entre le liquide et le solide.
#### Matériel
- moules à tartelette
- balance
- ciseaux
- pipette (découpée pour faire une cuillère)
- PDMS (SYLGARD® 184 Silicone Elastomer Kit)
- endurcisseur (SYLGARD® 184 Silicone Elastomer Curing Agent)
- gobelets en carton
- papier Canson (224 g/m²)
- lamelle de verre
- feuille de figuier
- tissu imperméable
Dès notre arrivée, nous nous sommes répartis en trois groupes :
- **Daniel et Alexandre** se sont occupés de la pesée du PDMS ainsi que de la préparation des différentes surfaces.
- **Mehmet et Mohamed** ont pris en charge la pesée de 3 g d’agent durcisseur et le mélange des deux composés. Ils ont travaillé **sous sorbonne** durant toute la manipulation.
- **Sabine et Tanguy** ont réalisé la mise en moules et le dégazage après moulage.
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##### Étape 1 : Pesée du PDMS
Après avoir ouvert le flacon de PDMS, nous avons prélevé **30 g** à l’aide d’une pipette découpée (utilisée comme cuillère) et d’une balance électronique. Il etait indiqué d'utiliser un rapport PDMS-agent durcisseur de 10:1. Cette étape a nécessité de la précision, car le produit etait visqueux et il était facile d’en renverser sur la balance.
##### Étape 2 : Ajout de l’agent durcisseur
En parallèle, **3 g d’agent durcisseur** ont été pesés. Cette manipulation a été effectuée **sous sorbonne**, comme recommandé par la fiche de données de sécurité, afin d’assurer une bonne ventilation et de limiter tout risque lié au dégagement de gaz.
Une fois les deux composés mesurés, ils ont été versés dans un gobelet en carton, puis soigneusement mélangés afin d’obtenir une solution homogène, toujours sous sorbonne.
##### Étape 3 : Préparation des surfaces
Nous avons découpé les trois matériaux de sorte à obtenir des rectangles d’environ **3 cm × 7 cm**, en veillant à avoir des surfaces planes et régulières.
Concernant la feuille de figuier, nous avons évité de couper au milieu afin de ne pas inclure les nervures principales.
##### Étape 4 : Préparation des moules
Nous avons délicatement posé les surfaces dans les moules, le plus horizontalement possible, afin d’éviter la formation de bulles d’air indésirables et de maintenir une surface plane.
Le mélange **PDMS + agent durcisseur** a ensuite été versé sur les échantillons, puis étalé sur toute la surface.
##### Étape 5 : Dégazage
Les moules préparés ont été placés dans la pompe à vide afin d’éliminer les bulles d’air présentes dans le PDMS. Nous avons remarqué que certaines surfaces réagissaient différemment :
- Sur le **tissu imperméable**, un film s’est formé en surface et des bulles se sont multipliées. Son dégazage a pris beaucoup plus de temps que prévu (**15 à 20 minutes**).
- La **feuille de figuier** a eu tendance à flotter ; nous avons donc été contraints de refaire un nouveau moulage.
- Pour la **lamelle de verre** et le **papier Canson**, l’adhésion semblait plus stable.
##### Étape 6 : Polymérisation au four
Après le dégazage, les moules ont été placés dans un four à **100 °C** afin de favoriser la réticulation du PDMS.
- **Durée : une nuit complète (~12 heures).**
## **Séance du 29/09:**
##### Premièrement nous avons reformé les binômes de la première séances afin de répartir les tâches, Daniel est Alexandre ont travaillé sur les expériences numériques, Memeth et Mohamed ont refait des moules car nous avions peur que nous moules précédent soit trop fin et donc pas exploitable, enfin Sabine et Tanguy ont tentés le démoulage afin d’essayer d’exploiter les moules précédemment préparés.
#### **Partie Memeth et Mohamed: Reproduction de moules plus épais.**
##### Pour cela, nous avons reproduit le protocole précédemment établi en séance 1, mais cette fois ci nous avons fait 80g de PDMS pour 8g d’endurcisseur afin que nos surfaces à mouler soit plus immergé pour avoir de prochain moules plus épais (1~2 mm en première séance contre 1cm d’épaisseur en 2ème séance). Les surfaces qui ont été fait aujourd’hui sont le canson, la feuille de figuier, le textile imperméable et la lame de verre. Suivant le protocole nous avons dégazé le PDMS, puis versé dans des moules à tartelette le PDMS sur les différentes surfaces. Nous avons ensuite dégazé nos préparations de moules afin de retirer un maximum de bulle d’air. Nous avons ensuite mis au four nos préparations afin de polymériser pendant une nuit complète à 100°C afin de favoriser la réticulation du PDMS.
#### **Partie Sabine et Tanguy: Exploitation des moules précédents**
##### Nous avons récupéré nos moules préparés en séance 1. À première vue ceux-ci avaient l’air très fin, certains de nos objets n’étaient pas bien au fond du moules et nous avions pas espoir que notre expérience puisse fonctionner. Nous avons démoulé nos préparations et ensuite nous avons, à l’aide d’un scalpel et de pince très fine, couper et décoller le PDMS des objets (lame de verre, feuille de figuier, textile imperméable et canson). Les plus faciles à démouler étaient la lame de verre, le textile et la feuille canson. Pour la feuille de figuier, c’était compliqué car la feuille avait séché et nous devions décoller petit bout par petit bout de feuille sèche. Nous avons fini par trouver un pinceau, ce qui nous a permis de décoller tout le bout de feuille sèche.
##### Une fois cela terminé, nous avons observé nos surfaces au microscope (cf photo), nous avons pu avoir différentes rugosité mais cela n’était pas précis car le grossissement était seulement de x100, or la rugosité se mesure à l’échelle nanométrique et non à l’échelle microscopique donc cette étude est plus qualitative que quantitative.
##### Enfin, nous avons commencé à réaliser les expériences. Nous avons pris une micro-pipette, et prélevé 30μL. Nous avons déposé la goutte d’eau sur la surface (textile imperméable et feuille de figuier). Nous n'avons pas encore eu le temps d’exploiter nos photos afin de mesurer l’angle de contact, mais nous continuerons en prochaine séance afin de le faire.
#### **Partie Daniel et Alexandre: Début des expériences numériques (phase de test.**
Modélisation numérique
Depuis Classical Surface Wetting Models Retrieved by Heuristic Approach, Computational Exercises, and Experimental Validation
Rong An, Ruizhe Zeng, Junsen Huang, Feng Xu, Haibo Zeng, Zhongyang Dai, Faiz Ullah Shah, Aatto Laaksonen, and Si Lan
Journal of Chemical Education 2024 101 (12), 5221-5230
DOI: 10.1021/acs.jchemed.4c00401
Nous sommes en train de tenter de déterminer quelles valeurs parmi évoluent en fonction de la variation des facteurs θY (angle de contact selon Young en degré), w (largeur en nm), h (hauteur en nanomètre), d (distance entre les rugosités en nm) ou k (coefficient de tronquage du cône). Les différents volumes de rugosités testées sont :
Demi-sphère (θY, w, h=w/2, d)
Cylindre (θY, w, h, d)
Cône tronqué (θY, w, h, d)
Parabole (θY, w, h, d)
Les mesures choisies pour w, h et d sont 10, 50 et 100 nm. Remarque : Pour la demi-sphère, h est automatiquement calculé en h=w/2)
Les mesures pour le coefficient de tronquage du cône k sont de 0.001, 0.25, 0.5, 0.75, 0.999
Le but à travers le test de ces différentes valeurs sur le programme github https://longyun0701.github.io/njust\_chem\_apps/ et de leurs combinaisons est de déterminer quels facteurs influencent quelles valeurs de mouillabilité parmi θW, θCB, et θC, soit dans l’ordre l’angle de contact selon Wenzel, l’angle de contact selon Cassie-Baxter, et l’angle critique de contact marquant la transition de l’état Cassie-Baxter à l’état Wenzel
## **Séance du 02/10:**
#### **Partie Expériences numériques (phase de test)**
Sous conseils des professeures, nous prévoyons finalement dans la semaine qui suit jusqu'à la prochaine séance, de :
-Se fixer une forme à étudier (pas les 4 proposées), par exemple l'hémisphère et faire varier les mesures w, h, d (3 ex par paramètre) en fixant un angle (ou pas?)
-Si très peu de nuances observées, changer la forme en gardant les mêmes variables testées pour déterminer la différence causée par la forme
-Déterminer quelle(s) variable(s) fait varier les angles de contact
-Comparer l'angle de contact du verre en prenant une photo de la goutte et en mesurant l'angle de contact sur Mesurim2 et l'angle d'une surface rugueuse théorique que l'on aura établie sur le logiciel GitHub
#### **Partie Microscope**
Observation au microscope des différents moules PDMS en grossissement x40 et x100
Constat d'une rugosité très différente entre le verre et les autres matériaux étudiés mais pas assez de matériel de précision nanométrique à disposition pour mesurer la rugosité de chaque matériau.
Nous avons à l'aide de l'observation d'une règle graduée au microscope, établi une échelle d'observation pour mesurer les images des observations microscopiques. En observant l'intervalle de deux graduations de la règle au microscope, on arrive à avoir une échelle qui donne pour chaque grossissement.
#### **Partie Exploitation des moules précédents**
Les moules que l'on a refait (feuille de figuier, textile imperméable et canson et scotch nano) en sont sortis plus concluants. On a gardé le moule du verre car il était déjà concluant. Nous avons démoulé encore une fois chaque matériau de son moule PDMS avec scalpel, pince fine et pinceau.
Sous observation des professeures, nous avons déposé 3 gouttes d'eau de 30μ au lieu d'une sur chaque moule PDMS avant de les prendre en photo. Le but est de mesurer les angles d'incidence de ces gouttes disposés à différents endroits sur chaque moule, puis de faire la moyenne de ces angles de contact via Mesurim2 afin et de constater à quel point chaque moule est homogène en surface.
#### **Photos/Images des expériences réalisées en séances:**
Photo du dégazage du moules contenant une feuille de figuier.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/saSimage.png)
Photo de la surface démoulée du textile imperméable (nous ne voyons pas très bien sur la photo la rugosité).
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/y2Yimage.png)
Photo tiré d'une vue microscopique (x100) de la surface "textile imperméable".
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/OiTimage.png)
Photo tiré d'une vue microscopique (x100) de la surface "Papier Canson"
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/4dYimage.png)
Photo tiré d'une vue microscopique (x100) de la surface "Feuille de figuier".
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/whatsapp-image-2025-10-02-a-14-41-12-6b880bef.jpg)
Photo d'une goutte d'eau de 30 microlitres sur le moule PDMS du textile imperméable, pris par un téléphone à l'aide d'une lentille macro additionnelle x25
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/whatsapp-image-2025-10-02-a-15-07-32-0216728b.jpg)
Photo de 3 gouttes d'eau de 30 microlitres sur le moule PDMS du scotch nano, pris par un téléphone à l'aide d'une lentille macro additionnelle x25
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/whatsapp-image-2025-10-02-a-15-03-50-96598511.jpg)
Photo de 3 gouttes d'eau de 30 microlitres sur le moule PDMS du verre, pris par un téléphone à l'aide d'une lentille macro additionnelle x25
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/whatsapp-image-2025-10-02-a-15-15-23-230654a3.jpg)
Photo de 3 gouttes d'eau de 30 microlitres sur le moule PDMS du papier canson, pris par un téléphone à l'aide d'une lentille macro additionnelle x25
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/Howwhatsapp-image-2025-10-02-a-14-38-49-eb00c7fb.jpg)
Photo d'une goutte d'eau de 30 microlitres sur le moule PDMS du textile imperméable, pris par un téléphone à l'aide d'une lentille macro additionnelle x25
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/whatsapp-image-2025-10-02-a-14-47-21-8a73923b.jpg)
Photo d'une goutte d'eau de 30 microlitres sur le moule PDMS de la face arrière de la feuille, pris par un téléphone à l'aide d'une lentille macro additionnelle x25
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/whatsapp-image-2025-10-02-a-14-54-12-a799ba5a.jpg)
Photo d'une goutte d'eau de 30 microlitres sur le moule PDMS de la face arrière de la feuille, pris par un téléphone à l'aide d'une lentille macro additionnelle x25
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/whatsapp-image-2025-10-02-a-15-23-21-75018ba6.jpg)[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/whatsapp-image-2025-10-02-a-15-24-39-4fe57725.jpg)
Photo tiré d'une vue microscopique (x100 puis x40) de la règle graduée
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/whatsapp-image-2025-10-02-a-15-27-30-b0a308ce.jpg)
Photo tiré d'une vue microscopique (x40) du moule de la face avant de la feuille
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/whatsapp-image-2025-10-02-a-15-27-30-2366d2f8.jpg)
Photo tiré d'une vue microscopique (x40) d'une nervure de feuille
# UE MU5BIQ01 : Projet scientifique et technique en "nutrition and health"
Descriptif de l'UE :
Enseignant(e)s responsables : Khadija ZEGOUAGH, Christophe BAILLY, Veronique BEREZIAT, Isabelle Guillas Baudouin
Mails : khadija.zegouagh@sorbonne-universite.fr ; christophe.bailly@sorbonne-universite.fr ; veronique.bereziat@sorbonne-universite.fr ; isabelle.guillas_baudouin@sorbonne-universite.fr
# COOKALIA - Projet 2
#### **Informations**
**Participants :**
- MERILHOU MILLET-CORNETTO -
- NOUR Imoussaine - Nour.Imoussaine@etu.sorbonne-universite.fr
- [VILLAFUERTE MARIA Czarina - czarinavillafuerte@gmail.com](mailto:czarinavillafuerte@gmail.com)
- SOW HAMADY -
**Cursus** : Master 2 Biologie Intégrative et Physiologie, parcours Nutrition, Qualité, Santé (NQS)
**Période** : du 01/09/2025 au 27/01/2026
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#### **Contexte**
Notre projet scientifique et technique a été réalisé en partenariat avec la start-up Cookalia. Au fil des décennies, les habitudes alimentaires des Français ont évolué avec la réduction du temps consacré à la cuisine, passant en moyenne de 71 minutes en 1986 à 53 minutes en 2010 (INSEE). Cette évolution, liée au rythme de vie, au coût du temps et aux préférences alimentaires, a favorisé le recours aux plats industriels, pratiques mais souvent déséquilibrés nutritionnellement (INSERM, Tharrey et al., 2020).
Le manque de temps et d’inspiration pousse de nombreux Français à ne pas cuisiner : 36 % citent cette raison comme l’une des principales (Observatoire E.Leclerc / IPSOS). Des pratiques comme le batchcooking se développent pour pallier ce problème. C’est dans ce contexte que Cookalia a été créée en 2022. C’est une application web proposant des menus personnalisés de batchcooking pour faciliter la cuisine maison et réduire la consommation d’aliments ultra-transformés.
Au-delà des menus guidés, Cookalia ambitionne d’accompagner les consommateurs vers des choix plus équilibrés et durables via un score intégrant qualité nutritionnelle et impact écologique, en alternative au Nutri-Score.
Face à ces enjeux, notre projet se pose la question suivante : comment concevoir un système d’évaluation simple, compréhensible et fiable, capable de guider les choix alimentaires vers des options plus saines et durables ? Nous présenterons d’abord l’étude de marché des scores, puis le système de calcul et le visuel choisi.
Sources :
INSEE. (2012). Le temps de l’alimentation en France. Insee Première, n° 1417.[ https://www.insee.fr/fr/statistiques/1281016](https://www.insee.fr/fr/statistiques/1281016)
Observatoire des Nouvelles Consommations. (2020, February 3). « Batch Cooking » : les Français s’y mettent 
Tharrey, M., Drogué, S., Privet, L., Perignon, M., Dubois, C., & Darmon, N. (2020). Industrially processed v. home-prepared dishes: what economic benefit for the consumer?. Public health nutrition, 23(11), 1982–1990.[ https://doi.org/10.1017/S1368980019005081](https://doi.org/10.1017/S1368980019005081)
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#### **Objectif**
L’objectif du projet est de concevoir un système d’évaluation alimentaire intégrant à la fois la qualité nutritionnelle et l’impact environnemental des recettes Cookalia. Le travail consistera à analyser les limites des systèmes existants, puis à identifier des indicateurs pertinents et scientifiquement robustes. Une méthodologie de calcul du score sera ensuite élaborée, testée et ajustée selon des critères de lisibilité, de cohérence et d’utilité pour les consommateurs. Enfin, une approche pédagogique viendra accompagner ce score afin de sensibiliser les utilisateurs à une alimentation plus équilibrée et respectueuse de l’environnement
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#### **Journal de bord**
##### **➫ Septembre 2025**
Étape 1 : Élaboration du rétroplanning du projet.
Le projet s’étend de début septembre jusqu’à mi-janvier, avec une présentation de mi-parcours, un rapport ainsi qu’une présentation finale à préparer. Le rétroplanning permet d’établir les différentes tâches et de les attribuer à une période donnée.
Étape 2 : Étude de marché sur les scores nutritionnels et écologiques existants.
1. Score écologique
a. Green Score (anciennement appelé eco score)
- Pays d’utilisation : France, Belgique
- Principe: Note globale: A → F/ vert → rouge (de l’impact plus faible à l’impact plus élevé)
- Forces : La note globale est simple et facile à lire.
- Faiblesses : Manque de précision agricole et manque de pédagogie pour le consommateur.
- Méthodes de calcul :Le calcul s’appuie sur l’Analyse du Cycle de Vie (ACV) calculé à partir des données d’Agribalyse
(Score unique de 100 points) ainsi que des bonus/malus (indicateurs supplémentaires liés aux labels)
- Sources : Greenscore, octobre 2024
[https://docs.score-environnemental.com/ ](https://docs.score-environnemental.com/)Greenscore l’impact environnemental des produits alimentaire, 2024
[https://www.openfoodfacts.org
](https://www.openfoodfacts.org)
2. Planet Score
- Pays d’utilisation : France, Royaume-Uni, Espagne, Allemagne, Italie, Belgique, Pays Bas, Suisse
- Principe: Même principe que le Green-score. Prends en compte 3 indicateurs complémentaires négligés par le
Green-score à savoir les pesticides, la biodiversité et le climat.
- Forces: Vision très complète, précise et large que le Greenscore.
- Faiblesses : Plus complexe à mettre en œuvre pour notre projet, peu lisible pour le consommateur.
- Méthodes de calcul :Basé sur l’ACV (Score) et des indicateurs complémentaires (pesticides, biodiversité et climat)
(sous-score) ainsi que le bien-être animal (basé sur le mode d’élevage).
- Sources : Planet Score, 2024 :[ https://www.planet-score.org/](https://www.planet-score.org/)
Note Méthodologique Planet Score Version 2.2 mai 2025[ https://www.planet-score.org/public/uploads/2023/10/Planet-score-SYNTHESE-Methodo.pdf](https://www.planet-score.org/public/uploads/2023/10/Planet-score-SYNTHESE-Methodo.pdf)
2. Score nutritionnel
Résumé des points clé de notre étude :
A. Keyhole (« Nordic » clé) 
- Pays d’utilisation : Suède, Norvège, Danemark, Finlande, Islande
- Principe :Label d’acceptabilité : produits « meilleurs choix » dans une catégorie
- Forces : Crédibilité régionale, simple badge.
- Faiblesses : Ne couvre pas tous les produits, très sélectif, plus strict que Nutri-Score.
- Méthodes de calcul : Basé sur des seuils stricts de nutriments (sel, sucre, fibres, gras) par catégorie de produit.
Pour application, chaque ingrédient doit être évalué selon les critères Keyhole
- Sources : National Food Administration. (n.d.) The Keyhole: Healthy choices made easy. In The Keyhole: Healthy
choices made easy (pp. 2–12).[ https://norden.diva-portal.org/smash/get/diva2:700822/FULLTEXT01.pdf](https://norden.diva-portal.org/smash/get/diva2:700822/FULLTEXT01.pdf)
· Pitt, S., Julin, B., Øvrebø, B., & Wolk, A. (2023). Front-of-Pack Nutrition labels: Comparing the Nordic Keyhole and Nutri-Score in a Swedish context. Nutrients, 15(4), 873.[ https://doi.org/10.3390/nu15040873](https://doi.org/10.3390/nu15040873)
B. NutrInform Battery
- Pays d’utilisation : Italie
- Principe : Affichage type batterie par portion et % d’apport de référence
- Forces : Précis, quantifié par portion.
- Faiblesses : Moins visuel et intuitif, nécessite effort cognitif, adoption grand public limitée.
- Méthodes de calcul :
Calcul basé sur la quantité par portion de nutriments clés (énergie, graisses saturées, sucres, sel) comparée aux apports de référence journaliers.
- Sources :
Zetabi. (n.d.). NutrInform battery.[ https://www.nutrinformbattery.it/en/home](https://www.nutrinformbattery.it/en/home)
C. Nutriscore
- Pays d’utilisation : France, Belgique, Espagne, Allemagne, Luxembourg, Pays-Bas, Suisse,
et d’autres pays européens adoptant le Nutri-Score
- Principe :Note synthétique A→E / vert→rouge, basée sur un algorithme global.
- Forces :Simple, rapide à comprendre, bonne acceptation scientifique, facilite la comparaison en rayon.
- Faiblesses :Peut mal refléter certaines recettes ou portions, contesté pour produits régionaux spécifiques.
- Méthode de calcul :Calcul par points négatifs (énergie, sucre, sel, graisses saturées) et points positifs
(fibres, protéines, % fruits/légumes/noix). Score total → lettre A–E.
- Source :
Nutri-Score. (n.d.). Santé Publique France.[ https://www.santepubliquefrance.fr/determinants-de-sante/nutrition-et-activite-physique/articles/nutri-score](https://www.santepubliquefrance.fr/determinants-de-sante/nutrition-et-activite-physique/articles/nutri-score)
D. Traffic Light
- Pays d’utilisation :Royaume-Uni (UK Food Standards Agency), parfois adoptés dans d’autres pays
comme systèm complémentaire
- Principe :Codes couleur par nutriment clé (% des apports).
- Forces :Visuel, montre forces/faiblesses par nutriment, encourage reformulation.
- Faiblesses :Moins synthétique, basé sur 100 g, mélange de couleurs peut donner message ambigu.
- Méthode de calcul :Calcul basé sur la quantité de nutriments par 100 g ou par portion par rapport aux apports
journaliers de référence. Couleurs attribuées selon seuils (rouge/ambre/vert).
- Source :Constantine Smith, R. (2018, 3 septembre). Is the food traffic light labelling system useful?
Patient.info.[ https://patient.info/news-and-features/is-the-food-traffic-light-labelling-system-useful](https://patient.info/news-and-features/is-the-food-traffic-light-labelling-system-useful)
Étape 3 : Compréhension des critères utilisés par les différents scores – bibliographie
Étape 4 : Élaboration d’un Google Form afin de mieux comprendre les attentes des consommateurs
Nous avons réalisé un sondage contenant 16 questions afin de mieux anticiper les besoins du consommateur dans la création des deux scores.
Nous avons eu 45 réponses, majoritairement des femmes étudiantes de moins de 25 ans vivant seules en milieu urbain.
17 septembre : réunion avec Véronique Palma, fondatrice de Cookalia, afin de lui présenter nos premières recherches.
Nous devons avancer sur le score écologique en poursuivant l’étude de marché, en définissant les critères, en intégrant le sondage lié au score nutritionnel et en établissant le rétroplanning.
Concernant le Nutri-Score, il s’agit de réaliser le sondage sur Google Forms et de finaliser la bibliographie des critères nutritionnels.
23 septembre : réunion avec Véronique Palma.
Lors de cette réunion, nous avons mis à jour notre étude de marché sur le score écologique et avancé sur le choix d’une méthode de calcul pour les deux scores.
29 septembre : réunion avec Véronique Palma.
Suite à la réunion, nous allons produire une visualisation du score écologique et définir une pondération des critères.
Pour le score nutritionnel, nous allons contacter une diététicienne afin de lui poser nos questions sur les procédés de calcul.
#####
##### **➫ Octobre 2025**
**6 octobre** : réunion avec Véronique Palma.
La réunion a porté sur l’évaluation de notre mode de calcul et sur la création des visuels.
**16 octobre** : réunion avec le groupe.
La réunion a permis de répartir les sections du rapport et de faire un point sur la présentation. Nous devons organiser un rendez-vous avec la nutritionniste pour avancer sur les calculs et ajuster la répartition des tâches selon les disponibilités.
**17 octobre** : réunion avec le groupe.
La réunion a porté sur l’évolution des visuels et de la note globale pour le score écologique, ainsi que sur les ajustements du score nutritionnel et la définition des messages clés destinés à l’utilisateur.
**25 octobre** : entretien en visioconférence avec Chaimae Elarif, diététicienne nutritionniste.
La réunion avec Chaimae a clarifié la méthode de calcul des valeurs nutritionnelles. Elle nous a également orientés vers des ressources pour nous aider.
##### **➫ Novembre 2025**
**6 novembre** : réunion avec Véronique Palma.
Lors de la réunion, le diaporama a été présenté à Véronique pour avis. Nous avons discuté des propositions pour le score écologique et le score nutritionnel, ainsi que des ajustements à apporter aux visuels et aux données.
**21 novembre** : point de mi-parcours avec Véronique Palma et l’équipe pédagogique.
Lors de cette présentation, nous avons présenté nos modèles de calcul et les visuels.
Objectifs jusqu’à la fin du projet :
- Peaufiner la méthode de calcul pour les deux scores.
- Revoir les visuels en tenant compte des commentaires et en proposer d’autres.
- Élaborer des recommandations pour l’intégration dans la plateforme (expérience utilisateur).
- Préparer les livrables pour la start-up Cookalia (protocoles, fichier Excel etc) et pour Sorbonne Université (rapport et soutenance finale).
##### **➫ Décembre 2025**
**9 décembre** : réunion avec Véronique Palma.
Cette réunion nous a permis de faire un point sur les avancées depuis la présentation de mi-parcours. Pour les prochaines semaines, nous allons travailler sur l’élaboration d’autres visuels.
**18 décembre** : réunion avec Véronique Palma.
Nous avons fait un point avec Véronique afin d’identifier les axes d’amélioration de nos visuels. Nous allons désormais travailler sur les rendus : le rapport et la présentation finale.
# Maison Ohana Projet 2 - Complément alimentaire stick-gel
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#### **Informations**
**Participants :**
- Myriam GAKOU -
- Céline DOUGUET -
- Heyam SEGHIR -
- Assia MAÏZA -
**Cursus** : Master 2 Biologie Intégrative et Physiologie, parcours Nutrition, Qualité, Santé (NQS)
**Période** : du 01/09/2025 au 27/01/2026
À la demande de Madame Nadia Karmel, fondatrice de Maison Ohana, seules des informations générales ont été partagées, les données confidentielles du projet restant protégées.
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#### **Contexte**
Ce projet est réalisé en collaboration avec la start-up française Maison Ohana, entreprise spécialisée en micronutrition et engagée dans le bien-être des enfants, fondée par Nadia Karmel. Dans le cadre de cette coopération, le projet vise à développer un complément alimentaire innovant sous forme de stick gel. Le format en stick gel présente de nombreux avantages : il est facile à transporter, sans risque d’étouffement, offre des dosages précis et présente un risque sanitaire limité, ce qui en fait une forme galénique particulièrement adaptée à des enfants. Le travail porte sur le développement d’un complément alimentaire intégrant des actifs rigoureusement sélectionnés, l’étude de ses caractéristiques physiques et organoleptiques, ainsi que la conception d’un outil de sensibilisation adapté.
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#### **Objectifs**
L’objectif de ce projet est de concevoir un complément alimentaire innovant. Le travail consistera à identifier les besoins nutritionnels spécifiques des adolescents, puis à explorer et sélectionner des actifs pertinents (vitamines, minéraux, extraits de plantes, etc.). Une première base de formulation en stick gel sera ainsi définie et évaluée selon des critères de texture et d'acceptabilité sensorielle. Enfin, une démarche de sensibilisation éducative accompagnera le développement du produit.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/boites-mennessonphoto-3-jpg.webp)
**Figure 1.** Complément alimentaire de la gamme *Mon P’tit Essentiel* - Maison Ohana.
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#### **Matériel et méthodes**
##### ***Matériel***
**★Premier essai de formulation d’une base en gel - 28 Novembre 2025**
| **Matériel**
| **Description**
|
| - Fouet
- Gomme xanthane (Aroma zone – 100g)
- Eau distillée
- 3 bols
- Bain marie
- Balance de précision
- Spatule et cuillères (à soupe et à café)
- Matériel stérilisé préalablement à l’alcool
| - Pour homogénéiser la préparation
- Aroma-zone, 100 g
- Pour dissolution et ajustement de la viscosité
- Pour peser, mélange
- Pour chauffage contrôlé de la solution
- Pour pesées exactes
- Pour mélange et dosage
- Pour éviter toute contamination
|
**★★Synthèse du matériel des 6 tests ayant conduit à la formulation finale - Décembre 2025**
| **Matériel**
|
| - Fouet
- Gomme xanthane (Aroma zone – 100g)
- Eau distillée
- 3 bols
- Bain marie
- Balance de précision
- Spatule et cuillères (à soupe et à café)
- Matériel stérilisé préalablement à l’alcool
| - Maltitol
- Glycérine
- Jus de citron
- Sorbate de potassium
- Benzoate de sodium
- Arôme vanille
- Arôme fraise
- Mélisse
- Fenouil
- Gingérol
- Citrate de Magnésium
- Citrate de Zinc
- Vitamines : B5, B6, B9, C, E
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##### ***Méthodes***
**★Préparation de la base gélifiée - Test 1 **
1. **Pesée des réactifs :**
- Peser 2,59 g de gomme xanthane (≈ 1 cuillère à café).
- Peser 62,37 g d’eau distillée (≈ 6 cuillères à soupe).
- Introduire les deux dans un bol.
3. **Dissolution :**
- Chauffer la solution dans un bain-marie à 70 °C.
- Mélanger au fouet jusqu’à homogénéité.
5. **Observation de la consistance :**
- La solution initiale est trop épaisse pour obtenir la texture souhaitée.
7. **Ajustement de la viscosité :**
- Ajouter progressivement 151,81 g d’eau distillée dans un bol séparé par petites portions (10 à 20 mL), jusqu’à obtention de la texture gélifiée souhaitée.
- Mélanger jusqu’à obtenir un gel homogène.
9. **Stérilisation :**
- Chauffer la préparation finale à 85 °C pour éliminer tout risque microbiologique.
**Conclusion :**
Le premier essai permet d’obtenir une base gélifiée satisfaisante après ajustement de la teneur en eau. La stérilisation à 85 °C assure la sécurité microbiologique de la préparation.
**★★ Synthèse de la méthode des 6 tests ayant conduit à la formulation finale - Décembre 2025**
Les six tests réalisés avaient pour objectif d’intégrer les principes actifs et d’ajuster leurs dosages afin d’obtenir une texture et un goût satisfaisants. Ces essais ont tous été menés à partir de la base issue du test 1. Les calculs de dosages ont été effectués en amont par Céline.
1. **Préparation de la base gélifiée**
Réalisation de la base gélifiée conformément au protocole du test 1.
2. **Ajout des excipients**
Les excipients utilisés étaient identiques à ceux du produit *Mon p’tit essentiel* de Maison Ohana :
- maltitol, glycérine, jus de citron, sorbate de potassium, benzoate de sodium.
4. **Incorporation des principes actifs**
Les actifs ont été ajoutés progressivement, un à un, en mélangeant soigneusement à l’aide d’un fouet entre chaque ajout :
- arôme vanille/fraise,
- mélisse,
- gingérol,
- fenouil,
- citrate de magnésium et citrate de zinc,
- vitamines B5, B6, B9, C et E.
**Conclusion de la phase R&D**
Les 7 tests réalisés ont permis d’optimiser la formulation en ajustant progressivement l’intégration et les dosages des actifs afin d’obtenir un gel présentant à la fois la texture et le goût souhaités. La méthodologie appliquée a assuré un contrôle précis de chaque étape et a conduit à la formulation finale satisfaisante, prenant en compte l’ensemble des contraintes rencontrées.
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#### **Journal de bord**
##### **➫ Septembre 2025 **
##### *Sondage*
Mise en place d’un sondage composé de 19 questions à destination d'adolescentes, dans le but de mieux comprendre leurs besoins et attentes. Ce questionnaire vise à identifier les principaux axes de travail du projet. Les résultats permettront d’orienter la formulation du futur produit et d’adapter la démarche de sensibilisation associée.
**Résultats sondage **
À l’issue du sondage, les réponses recueillies ont permis de cibler deux problématiques majeures : la douleur, la fatigue et l'humeur. Le complément alimentaire à développer s’adresse ainsi à des adolescentes. Cependant, la forme galénique en stick-gel reste encore peu connue du grand public, soulignant la nécessité d’une communication claire et d’une stratégie marketing pédagogique afin d’en expliquer les avantages : praticité, sécurité, dosage précis et format ludique.
##### * Début de la recherche bibliographique générale sur le sujet *
Cette étape vise à consolider les connaissances nécessaires pour le projet à travers les axes suivants :
- **Besoins nutritionnels et références alimentaires** : étude des apports moyens et des recommandations pour les enfants et adolescents
- **Fonctions des nutriments** : analyse des rôles physiologiques des principaux nutriments, minéraux et oligoéléments.
- **Liens besoins / carences** : identification des conséquences des déficits ou excès nutritionnels.
- **Habitudes alimentaires et facteurs physiologiques** : impact des habitudes alimentaires et des variations hormonales sur la santé.
- **Analyse du marché et concurrence** : étude du secteur des compléments alimentaires
Les recherches bibliographiques ont permis d’identifier les principes actifs les plus fréquemment cités comme susceptibles de réduire les symptômes associés aux axes définis à partir des résultats du sondage.
- **Minéraux** : calcium, zinc, fer, magnésium, manganèse, sélénium, phosphore
- **Vitamines** : K, E, A, B6, B9, B12, B1, B2, B3, B5
- **Molécules actives** : curcumine, PEA, resvératrol, NAC, théanine, AAL, lycopène, astaxanthine, oméga-3, L-tryptophane
- **Plantes** : gattilier, mélisse, achillée millefeuille, achémille, feuille de framboisier, griffonia, rhodiole, camomille, chardon-marie, ginkgo biloba, pin maritime
-> Réunion du 26 septembre avec Nardia Karmel, pour faire le point sur l’avancement du projet et valider les travaux réalisés.
##### **➫ Octobre 2025 **
##### *Recherche bibliographique ciblée sur les principes actifs identifiés*
Nous avons entrepris une recherche bibliographique plus précise sur les principes actifs afin d’identifier ceux les plus pertinents pour la formulation du complément alimentaire. Cette analyse tient compte des besoins nutritionnels de notre public cible, des apports recommandés, des contre-indications et des interactions potentielles entre les actifs. Nous nous appuyons également sur les documents fournis par Maison Ohana. Cette synthèse ciblée de la littérature scientifique nous a permis de sélectionner, pour une première formulation théorique (tableau 1), les actifs les plus adaptés à notre produit, sur la base de leur efficacité démontrée.
**Tableau 1.** Première formulation idéale, basée sur la littérature scientifique, composée de minéraux, plantes, molécules actives, oméga‑3, fibres prébiotiques et vitamines.
##### **➫ Novembre 2025 **
##### *Avancement de la formulation et préparation de la phase R&D au FabLab *
Nous avons eu une réunion avec Nadia Karmel le 6 novembre, qui nous a permis de préciser les axes de recherche nécessaires pour affiner la formulation, notamment concernant certains actifs comme la curcumine, le gingembre, les vitamines B6, B9 et B12, ainsi que les plantes.
Nous avons également comparé les formulations des différentes gammes de Maison Ohana afin d’éviter un cumul excessif d’actifs lorsque le public cible consomme plusieurs produits simultanément. Une recherche sur les allégations possibles, en particulier celles liées au développement de l’enfant et aux effets attendus des molécules présentes dans les compléments, a été menée. Ces éléments, combinés aux ajustements issus de la bibliographie, nous ont permis d’élaborer une deuxième version de la formulation, intégrant l’ensemble des contraintes et précisions apportées. Cette nouvelle proposition repose sur quatre plantes majeures, qui constitueront l’axe principal de la future communication du complément.
**Tableau 2.** Formulation prédéfinitive, basée sur la littérature scientifique, composée de minéraux, plantes, molécules actives, fibres prébiotiques et vitamines.
Nous avons ensuite établi la liste des ingrédients, incluant les principes actifs que nous avons sélectionnés et les excipients déjà utilisés dans la gamme *Mon p’tit essentiel* de Maison Ohana, afin de maintenir une cohérence entre les produits. Nous continuons nos recherches afin de préciser les dosages et d’élaborer le protocole, celui-ci ne nous ayant pas été fourni par la start-up. L’ensemble a été transmis au FabLab avec la fiche projet complétée. Enfin, nous avons réalisé la présentation de mi-parcours le 21/11/2025.
**28 novembre 2025 - Premier essai de formulation de la base en gel**
Nous avons réalisé un premier essai visant à obtenir une base gélifiée satisfaisante en ajustant les proportions d’eau et de gomme de xanthane, conformément au protocole décrit dans la section *Matériel et méthodes*.
##### **➫ Décembre 2025 **
##### *Fin de la phase R&D et obtention de notre gel final *
Courant décembre, plusieurs essais supplémentaires ont été réalisés au laboratoire à partir de la base gélifiée issue du premier test, cette fois en y intégrant les principes actifs. Après six essais, nous avons obtenu un gel dont la texture et le goût répondent à nos attentes. Ce résultat est le fruit d’un travail approfondi d’optimisation de la formulation, du choix des actifs et de leurs dosages, tout en respectant les contraintes du laboratoire, notamment en matière de liste d’ingrédients et de délais.
Une troisième et dernière formulation (tableau 3) a été élaborée en tenant compte des contraintes du laboratoire, notamment en ce qui concerne la liste d’ingrédients. Les fibres prébiotiques ont été retirées en raison de leur indisponibilité. Les minéraux initialement prévus sous forme de bisglycinate ont été remplacés par des formes citrate pour des raisons d’approvisionnement. Toutefois, pour la formulation finale, nous préconisons l’utilisation du bisglycinate, reconnu pour sa meilleure assimilation. Enfin, la curcumine a été supprimée pour les mêmes raisons.
**Tableau 3.** Formulation définitive, élaborée sur la base de la littérature scientifique et des contraintes liées à la formulation et au laboratoire.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-01/capture-decran-2026-01-16-a-18-48-08.png)
**Figure 2.** Évolution des caractéristiques physiques et organoleptiques du gel au cours des tests de formulation. **A** : Gel observé lors des tests 2 à 4, 2e formulation. **B** : Gel final après tests 5 à 7, 3e formulation. **C** : Mesure du pH du gel final à l’aide de bandelettes indicatrices.
##### **➫ Janvier 2026 **
##### *Finalisation du projet *
Au cours du mois de janvier, nous avons finalisé le mémoire du projet, dont la remise est prévue pour le 19 janvier. Dans le cadre de la création d’une démarche de sensibilisation accompagnant notre projet, nous avons choisi de réaliser une bande dessinée à visée éducative, intégrant conseils et explications. Cette bande dessinée, désormais achevée, comporte sept pages, incluant la première et la dernière de couverture.
La présentation finale a été réalisée, et la fabrication du produit final est prévue pour le 23 janvier 2026 au FabLab, afin d’être présenté lors de la soutenance.
# Maison Ohana - Projet 1
#### **Informations**
**Participants:**
- **KONATE MARIAM - **
- **HAMOUDI Besma - **
- **Merrar Ines Yasmine - **
- **HAMIDI Soumia - **
**cursus: Master 2 Nutrition, Qualité, Santé (NQS)**
**Période: Du 01/09/2025 au 01/2026**
#### **Contexte**
Le projet mené en collaboration avec la start-up **Maison Ohana**, vise à développer un stick hydratant innovant pour soutenir l’hydratation quotidienne des enfants grâce à une formulation naturelle, sûre et scientifiquement validée. La forme en stick gel offre de nombreux avantages : elle est facile à transporter, simple à administrer, sans risque d’étouffement et permet un dosage
précis des nutriments, tout en améliorant l’acceptabilité gustative grâce à sa texture gélifiée. La formulation inclut des actifs essentiels à l’hydratation cellulaire, tels que les électrolytes, la glycine ou l’eau de coco en poudre, et fait l’objet d’études sur la texture, la gélification, ainsi que la stabilité physico-chimique et microbiologique du produit. Le projet prévoit également l’optimisation du goût et la création d’outils de sensibilisation adaptés aux enfants et aux parents pour encourager de bonnes pratiques hydriques au quotidien.
#### **Objectifs**
Ce projet a pour objectif de concevoir une boisson d’hydratation naturelle et innovante destinée aux enfants dès 6 ans. Il consiste à déterminer leurs besoins hydriques et nutritionnels spécifiques puis à identifier et sélectionner les actifs les plus efficaces pour soutenir l’hydratation tels que les électrolytes et minéraux. La boisson sera proposée sous forme de stick gel, simple et sûre, et évaluée selon des critères de stabilité physico-chimique et microbiologique, de texture et d’acceptabilité sensorielle. Enfin, le projet prévoit la mise en place d’actions d’éducation et de sensibilisation afin de promouvoir de bonnes pratiques d’hydratation chez les enfants.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-11/boites-mennessonphoto-8.jpg)
#### **Matériel**
**1-Matières premières (ingrédients de formulation)**
Les matières premières utilisées pour l’élaboration des sticks gels *Mon P’tit Hydratant* ont été sélectionnées selon des critères de sécurité d’emploi en pédiatrie, de fonctionnalité nutritionnelle et de compatibilité technologique avec la forme galénique gel. Elles comprennent :
- Eau purifiée
- Pectine faiblement méthoxylée (agent gélifiant)
- Lactate de calcium (agent de réticulation de la pectine)
- Malate de magnésium
- Chlorure de sodium
- Chlorure de de potassium
- Glycine
- Poudre d’eau de coco (prototype 3)
- Glycérine (agent plastifiant et humectant)
- Vitamine C (acide ascorbique)
- Jus de citron bio (ajustement du pH)
- Arôme alimentaire (fraise).
**2-Matériel de laboratoire et consommables**
Le matériel de laboratoire utilisé pour la formulation et les analyses comprend :
- Béchers et éprouvettes graduées
- Spatules en acier inoxydable
- Agitateur magnétique et barreaux aimantés
- Thermomètre
- Balance analytique de précision
- Capsules en porcelaine (dosage de la teneur en eau)
- Dessiccateur
- Godets pour la mesure de l’activité de l’eau
- Pipettes automatiques et embouts stériles
- Boîtes CompactDry™ pour analyses microbiologiques
- Équipements de protection individuelle (blouse, gants)
#### **Machines utilisées**
##### **1-Équipements de formulation**
- Plaque chauffante avec agitation magnétique
- Agitateur mécanique
##### **2-Équipements d’analyses physico-chimiques**
Les analyses physico-chimiques ont été réalisées à l’aide des équipements suivants :
- Viscosimètre rotationnel Brookfield (MYR Instruments, modèle VR-3000), équipé d’un mobile cylindrique de type R4
- pH-mètre potentiométrique, étalonné à l’aide de solutions tampons de pH 4,0 ; 7,0 et 10,0
- Appareil de mesure de l’activité de l’eau (aw-mètre)
- Étuve ventilée réglée à 105 °C pour la détermination de la teneur en eau
##### **3-Équipements d’analyses microbiologiques**
- Poste de travail en conditions aseptiques
- Incubateur microbiologique (températures de 30 °C et 37 °C)
- Milieux de culture prêts à l’emploi CompactDry™ (TC, BC, XSA, LS, SL)
#### **Construction du produit**
*(Fichiers, photos, code, explications, paramètres d'usinage, photos, captures d'écran...)*
##### **1-Forme galénique**
Le produit *Mon P’tit Hydratant* a été conçu sous la forme d’un **stick gel monodose**, destiné aux enfants âgés de 6 à 12 ans. Cette forme galénique a été choisie afin de répondre aux exigences spécifiques de la population pédiatrique, notamment en termes d’acceptabilité sensorielle, de facilité d’utilisation et de sécurité d’administration.
Le format monodose permet un contrôle précis des apports en électrolytes et en actifs nutritionnels tout en limitant les risques de surconsommation. La texture gélifiée favorise une ingestion aisée sans nécessité de dilution et s’inscrit dans une approche ludique et pratique adaptée au quotidien scolaire et sportif.
##### **2-Principe de conception**
La conception de la formulation repose sur une approche fonctionnelle de l’hydratation associant :
- Une matrice aqueuse majoritaire
- Un apport contrôlé en électrolytes essentiels (chlorure de sodium,chlorure de potassium, malate de magnésium)
- Des osmolytes organiques (glycine)
- Une matrice hydratante naturelle (eau de coco en poudre)
- Un agent gélifiant naturel (pectine)
Les concentrations des différents ingrédients ont été définies de manière à rester compatibles avec une consommation régulière chez l’enfant, conformément aux recommandations nutritionnelles européennes, tout en garantissant une efficacité hydratante et une stabilité physico-chimique satisfaisante.
##### **3-Étapes de conception du stick gel**
La conception de *Mon P’tit Hydratant* s’est appuyée sur une démarche progressive et standardisée visant à développer une formulation stable, fonctionnelle et adaptée à un usage pédiatrique. Trois prototypes successifs ont été élaborés selon un procédé de fabrication commun permettant d’assurer la comparabilité des formulations et la reproductibilité des résultats.
##### **La démarche de conception des sticks gels a reposé sur les étapes générales suivantes :**
- Préparation d’une phase aqueuse par chauffage contrôlé de l’eau purifiée sous agitation.
- Incorporation de l’agent gélifiant (pectine faiblement méthoxylée) afin d’initier la formation du réseau gélifié.
- Ajout progressif des ingrédients secs non thermosensibles préalablement homogénéisés (électrolytes, glycine et, selon le prototype, poudre d’eau de coco).
- Ajustement de la texture par l’ajout d’un agent plastifiant (glycérine).
- Réticulation du gel par l’ajout d’un sel de calcium après refroidissement partiel du mélange.
- Incorporation finale des composants thermosensibles (vitamine C, arôme et jus de citron bio).
- Refroidissement et conditionnement des gels en vue des analyses physico-chimiques et microbiologiques.
La logique de développement des prototypes a suivi une stratégie d’optimisation graduelle :
- **Prototype 1** : formulation de base enrichie en électrolytes essentiels utilisée comme référence technologique.
- **Prototype 2** : formulation intermédiaire enrichie en glycine afin de soutenir l’hydratation cellulaire.
- **Prototype 3** : formulation finale intégrant la poudre d’eau de coco comme matrice hydratante naturelle.
Cette approche séquentielle a permis d’optimiser la composition et les propriétés du stick gel tout en respectant les exigences de sécurité, de stabilité et d’acceptabilité propres aux produits destinés aux enfants.
#### **Journal de bord**
##### **01/09/ 2025:** **Travaux scientifiques initiaux**
Le mois de septembre a été consacré aux premiers travaux scientifiques nécessaires au développement du complément hydratant pédiatrique. Le groupe a réalisé une revue approfondie de la littérature scientifique, s’appuyant notamment sur les recommandations d’organismes de référence (OMS, EFSA, ANSES) ainsi que sur des articles scientifiques spécialisés afin d’établir des bases théoriques solides pour le projet.
Cette analyse documentaire a permis d’explorer plusieurs aspects fondamentaux. Elle s’est d’abord intéressée aux besoins hydriques des enfants selon l’âge et les conditions de vie, ainsi qu’aux risques associés à une hydratation insuffisante,en particulier ses impacts sur la cognition, l’attention et les performances scolaires. Le rôle des électrolytes dans la régulation hydrominérale et le bon fonctionnement physiologique a également été étudié, tout comme l’identification d’actifs nutritionnels pertinents susceptibles de soutenir l’hydratation. Une attention particulière a enfin été portée à l’acceptabilité pédiatrique, en évaluant les préférences gustatives et les formes galéniques les plus adaptées aux enfants.
Cette phase de recherche a permis de poser les fondations scientifiques du projet. Elle a conduit à la définition de la problématique, à l’élaboration des objectifs de recherche et à la structuration des chapitres qui ont guidé la suite du travail.
##### **01/10/ 2025:** **Recherche et sélection des ingrédients**
Le mois d’octobre a été consacré à la recherche et à l’analyse des ingrédients susceptibles d’entrer dans la formulation du complément hydratant pédiatrique. Le groupe a examiné différents actifs nutritionnels en évaluant leurs propriétés physiologiques, leur sécurité d’emploi chez l’enfant, leur osmolarité ainsi que leur compatibilité avec l’équilibre hydrominéral.
Cette étape a permis d’identifier les avantages et les limites de chaque ingrédient en tenant compte de critères tels que la solubilité, la stabilité dans la formulation, les contraintes réglementaires et l’acceptabilité gustative. Les travaux ont porté en particulier sur la sélection des électrolytes clés ainsi que sur des composés complémentaires favorisant l’hydratation et la bonne assimilation des nutriments.
Ces recherches ont constitué une étape déterminante dans la préparation de la phase de formulation. Elles ont permis de structurer l’approche scientifique du produit et de définir les bases des protocoles expérimentaux qui ont été appliqués lors du développement des prototypes.
##### **01/11/2025 : Élaboration et optimisation des prototypes de formulation**
Le mois de novembre a été consacré à l’élaboration des premiers prototypes du complément hydratant pédiatrique sous forme de stick gel. À partir des ingrédients sélectionnés lors de la phase précédente, le groupe a travaillé sur la mise en œuvre concrète de la formulation en définissant les proportions des différents composants et en adaptant la galénique aux contraintes spécifiques d’un usage pédiatrique.
Cette phase a inclus la mise au point du protocole de fabrication des sticks gels avec une attention particulière portée à la solubilisation des ingrédients, à la formation du réseau gélifié, à la stabilité de la texture et à la compatibilité des actifs entre eux. Plusieurs prototypes ont été développés de manière progressive afin d’évaluer l’impact de l’ajout de certains actifs fonctionnels sur la cohésion du gel et sur l’équilibre global de la formulation.
Par ailleurs, le groupe a réfléchi à la faisabilité technologique du produit en tenant compte des exigences de reproductibilité, de stabilité physico-chimique et de sécurité d’utilisation chez l’enfant. Ces travaux ont permis de poser les bases expérimentales nécessaires à la phase de caractérisation analytique prévue pour le mois suivant.
##### **01/12/2025 : Caractérisation physico-chimique et microbiologique des prototypes**
Le mois de décembre a été consacré à la caractérisation des prototypes développés précédemment à travers des analyses physico-chimiques et microbiologiques. Les travaux ont porté sur l’évaluation des propriétés technologiques des sticks gels, notamment la viscosité, le pH, l’activité de l’eau et la teneur en eau, afin d’apprécier leur stabilité, leur qualité et leur conformité aux objectifs initiaux du projet.
En parallèle, des analyses microbiologiques ont été réalisées afin de vérifier la qualité sanitaire des formulations et l’absence de micro-organismes indicateurs ou pathogènes. Ces tests ont permis de s’assurer que les conditions de fabrication et la composition des gels étaient compatibles avec les exigences de sécurité alimentaire applicables aux produits destinés aux enfants.
L’ensemble des résultats obtenus a été analysé de manière comparative entre les différents prototypes permettant d’identifier les formulations les plus pertinentes en termes de stabilité, de sécurité et de potentiel d’acceptabilité. Cette phase a constitué une étape clé dans la validation scientifique du produit et a contribué à orienter les choix finaux en vue de la formulation définitive de *Mon P’tit Hydratant*.
# Montaigne Nutrition - Projet 1
## **Informations**
**Participants : **
- BENYOUCEF Mahdi -
- DUBURG Alabama -
- MOUSAVI Bahar Sadat - [Bahar\_moussavi@yahoo.com](mailto:Bahar_moussavi@yahoo.com)
- HIBBA OUMAIMA -
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## **Contexte**
##### **Contexte du projet**
Ce Projet Scientifique et Technique s’appuie sur une base pédagogique déjà existante mise à disposition par Montaigne Nutrition. Cette base comprend quatre modules structurés (bases scientifiques, Phase I, Phase II et maintien), déjà rédigés mais nécessitant un travail approfondi. Notre mission consiste à enrichir ces contenus en y ajoutant des données scientifiques plus solides, à vérifier la rigueur de chaque affirmation par un fact-checking complet, et à adapter le tout à un format pédagogique directement utile pour des praticiens de santé. Le projet constitue pour nous l’occasion d’appliquer concrètement les compétences développées dans le Master Nutrition, Qualité et Santé, notamment l’analyse critique d’articles scientifiques, la communication claire à un public professionnel, la construction de supports pédagogiques et la gestion de projet. Le travail est mené en collaboration étroite avec Montaigne Nutrition, qui assure un rôle de relecture régulière afin de garantir cohérence, rigueur scientifique et pertinence pédagogique. Les séances de relecture hebdomadaires permettent également d’ajuster la direction du travail en continu. Le PST nous amène à utiliser un ensemble d’outils collaboratifs indispensables au suivi du projet, tels que Notion, Google Drive, Canva ou encore des outils d’IA, tout en veillant à ce que chaque contenu généré soit scientifiquement validé.
##### **Présentation de la Start-up : Montaigne Nutrition**
Montaigne Nutrition est une start-up parisienne spécialisée dans l’accompagnement nutritionnel, qui propose une méthode structurée en deux grandes phases : le jeûne protéiné (Phase I) et la réalimentation progressive (Phase II). Cette méthode, détaillée dans les guides Longévité, repose sur une approche fondée sur la physiologie et la simplicité d’application. L’objectif n’est pas seulement de permettre une perte de poids, mais d’apprendre aux patients à stabiliser durablement leurs habitudes alimentaires. La philosophie de Montaigne Nutrition insiste sur l’écoute corporelle, l’autonomie progressive et la construction d’une relation apaisée à l’alimentation.
La Phase I, présentée dans le Guide Phase I, vise à déclencher la cétose afin que le corps utilise préférentiellement les graisses comme source d’énergie. Cette étape repose sur la consommation de sachets hyperprotéinés, l’intégration de légumes pauvres en glucides et une hydratation rigoureuse. La Phase II, détaillée dans les documents correspondants, repose quant à elle sur une réintroduction progressive des protéines naturelles, des fruits, des produits laitiers, puis des glucides et des féculents. Elle permet de stabiliser la perte de poids, de réancrer des repères alimentaires fiables et d’apprendre à gérer les écarts de manière encadrée. Enfin, le module consacré au maintien insiste sur la consolidation métabolique, la prévention de la reprise et l’autonomisation du patient grâce à un accompagnement émotionnel et nutritionnel adapté.
##### **Objectifs pédagogiques**
Ce PST nous permet de développer une véritable expertise en rédaction scientifique, en vulgarisation, en structuration de supports professionnels et en visualisation de données. Il exige aussi une coordination active en équipe, une gestion précise des délais et une réflexion sur la transmission pédagogique d’un contenu nutritionnel. Le recours aux outils collaboratifs et à l’IA s’inscrit dans une démarche structurée et encadrée, afin d’améliorer l’efficacité sans jamais compromettre la qualité scientifique.
##### **Objectifs opérationnels pour Montaigne Nutrition**
Pour la start-up, ce projet vise à obtenir quatre modules pédagogiques homogènes, scientifiquement consolidés et directement exploitables pour la formation de leurs praticiens. L’objectif final est de disposer d’un ensemble de supports clairs, cohérents, professionnels et alignés avec la philosophie de la méthode Longévité, tout en testant l’intégration d’outils collaboratifs et d’IA dans leur chaîne de production.
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## **Matériel et Méthode**
L’objectif du projet est de concevoir, structurer et produire une formation professionnelle complète à destination de diététiciens-nutritionnistes, autour de la méthode Longévité développée par la startup Montaigne Nutrition. Plus précisément, le projet vise à :
- Transmettre les fondements scientifiques, cliniques et pratiques de la méthode Longévité, de manière rigoureuse, pédagogique et directement applicable en consultation.
- Structurer une formation modulaire, composée de quatre modules complémentaires, couvrant :
- la méthode générale et son protocole,
- la relation praticien-patient et le suivi,
- la physiologie et les mécanismes métaboliques,
- l’évaluation des résultats, la satisfaction et la fidélisation.
- Produire des supports pédagogiques exploitables directement par des praticiens, sous forme de slides, fiches pratiques et annexes techniques.
- Former les étudiants à un travail de projet professionnalisant, intégrant :
- la recherche bibliographique et le fact-checking scientifique,
- la vulgarisation et la pédagogie,
- la gestion de projet et le travail collaboratif,
- l’usage raisonné des outils numériques et de l’intelligence artificielle.
- Assurer la traçabilité du travail réalisé, via un journal de bord détaillé, permettant de suivre l’évolution du projet, les choix méthodologiques et les livrables produits tout au long du semestre.
##### **Matériel et outils utilisés**
Le projet s’est appuyé sur un ensemble d’outils numériques collaboratifs, permettant d’assurer à la fois organisation, rigueur scientifique, production pédagogique et traçabilité.
Outils d’organisation et de suivi :
- **Notion**
Outil central de gestion de projet utilisé pour :
- - - le planning global (modules, échéances, points du lundi),
- la répartition des rôles et responsabilités,
- les comptes-rendus de réunions avec la startup Montaigne Nutrition,
- le suivi de l’avancement et des livrables.
- **Google Drive**
Espace de stockage partagé pour l’ensemble des documents du projet. Organisation en dossiers par module et par type de livrable.
Outils de production et de rédaction
- **Google Docs**
- Rédaction collaborative des contenus scientifiques et pédagogiques.
- Centralisation de la bibliographie et des sources.
- Travail en version commune avant mise en forme finale.
- **Canva**
Création des supports de formation : slides pédagogiques, schémas explicatifs, fiches pratiques standardisées (format A4).
- **Google Sheets**
Élaboration de tableaux, indicateurs, KPI et éléments chiffrés intégrés aux modules.
- **ChatGPT**
Utilisé comme outil d’assistance pour la reformulation et la vulgarisation de contenus scientifiques, l’aide à la structuration pédagogique et la génération d’idées de schémas explicatifs.
Tous les contenus produits avec l’aide de l’IA ont été relus, vérifiés et validés par l’équipe projet et par le référent Montaigne Nutrition.
##### **Méthodes de travail**
**Organisation générale du projet**
Le projet a été structuré autour de quatre modules pédagogiques, chacun traité comme un mini-projet autonome, tout en garantissant une cohérence globale de la formation.
Chaque module devait aboutir à :
- 3 à 5 slides pédagogiques principales,
- des annexes techniques si nécessaire,
- 6 fiches pédagogiques standardisées,
- une restitution orale.
Des points hebdomadaires (points du lundi) ont été organisés avec la startup Montaigne Nutrition afin de valider l’avancement, ajuster les contenus et garantir la cohérence scientifique et pédagogique.
##### **Répartition des rôles**
**Module 1**
Pour le module 1, une répartition formelle des rôles a été mise en place :
- Rédacteur / fact-checker scientifique
- Illustrateur
- Infographiste / data
- Chef de projet / coordinateur
Cette organisation visait à structurer le travail, clarifier les responsabilités et sécuriser la qualité du premier module, servant de référence méthodologique pour la suite du projet.
**Modules 2, 3 et 4**
À partir du module 2, la méthode de travail a évolué :
L’équipe a été divisée en deux binômes par module et chaque binôme prenait en charge une partie du module. Cette organisation a permis à chaque étudiant d’expérimenter l’ensemble des rôles recherche bibliographique, rédaction scientifique, mise en page et création de schémas et supports pédagogiques.
Cette évolution méthodologique a favorisé :
- une montée en compétences homogène au sein du groupe,
- une meilleure compréhension globale des modules,
- une responsabilisation collective.
##### **Démarche scientifique et pédagogique**
La méthodologie appliquée pour chaque module repose sur les étapes suivantes :
1. Analyse du contenu brut fourni par Montaigne Nutrition
Compréhension des objectifs pédagogiques et du cadre scientifique.
2. Recherche bibliographique ciblée
Sélection et validation des sources scientifiques pertinentes.
3. Rédaction et vulgarisation
Transformation du contenu scientifique en messages pédagogiques clairs et accessibles.
4. Création des supports visuels
Schémas, tableaux et slides facilitant la compréhension et l’usage en pratique.
5. Validation
Relecture collective et échanges avec le référent Montaigne Nutrition.
6. Restitution orale
Présentation du module par l’équipe, avec participation de tous les membres.
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## **Journal de bord**
### **Septembre**
*Objectif principal : Lancement du projet, mise en place des bases, travail sur le premier module.*
1. ##### **Lancement du projet et organisation**
En ce mois de septembre, nous avons démarré le projet avec une réunion de mise en place et de clarification des objectifs avec Montaigne Nutrition. Nous avons structuré notre travail et défini les échéances pour chaque module. La plateforme Notion a été mise en place pour organiser le suivi des tâches et des documents.
2. ##### **Module 1 : La méthode générale – Cadre, phases et protocole**
Nous avons débuté le travail sur le Module 1, axé sur la compréhension globale de la méthode Longévité. Ce module a pour objectif d’expliquer les deux phases de la méthode (perte rapide et rééquilibrage), de sécuriser son application et de la rendre accessible et claire pour les praticiens.
- Travail sur les objectifs métaboliques : cétose et préservation de la masse maigre.
- Présentation des pratiques de repas et suivi des patients.
- Élaboration des protocoles détaillés et des outils pour les praticiens (calculs protéiques, parcours type de 30 jours, points de vigilance, etc.).
4. ##### **Point de suivi avec Montaigne Nutrition**
Le 29 septembre, un premier point de suivi a été organisé pour valider le travail réalisé jusqu’à présent sur le module 1. Cela a permis de confirmer la direction prise pour les supports pédagogiques et de réajuster certains éléments.
## **Octobre**
*Objectif principal : Finalisation du Module 1, début du travail sur le Module 2, validation des premiers contenus.*
1. ##### **Finalisation du Module 1**
Le travail sur le Module 1 a été finalisé début octobre. Nous avons intégré les dernières modifications après les retours du point de suivi avec Montaigne Nutrition, notamment sur la partie sécurisation de la méthode et la compréhension de la phase de rééquilibrage.
- Création des supports visuels (schémas explicatifs sur les phases de la méthode, transitions métaboliques).
- Révision des protocoles de sécurité et des contre-indications.
3. ##### **Lancement du Module 2 : Écoute, empathie et suivi actif**
En octobre, nous avons lancé le travail sur le Module 2, visant à former les praticiens sur l’écoute active, la gestion des entretiens de consultation, et le suivi des patients. Ce module se concentre sur :
- Techniques d’écoute active et empathie (OARS),
- Structuration des séances de 15 minutes avec les patients,
- Suivi actif entre les consultations, gestion des écarts et importance du feedback patient (mini-NPS, carnet de suivi).
5. ##### **Réunion de suivi avec Montaigne Nutrition**
Le 2, 6 et 12 octobre, nous avons organisé une réunion de suivi pour discuter de l’avancement du projet, de la validation du contenu des modules 1 et 2, et de l’intégration des outils de suivi dans les modules. Cette réunion a permis de confirmer la structure des supports de formation.
6. ##### **Travail sur les fiches pédagogiques**
Nous avons commencé la création des fiches pédagogiques pour chaque module. Ces fiches contiendront les points essentiels des modules, structurés de manière claire et concise pour les professionnels de santé. L’objectif est de fournir des outils pratiques à intégrer dans la consultation quotidienne.
7. ##### **Préparation pour le module 3 : Science et physiologie du rééquilibrage**
Le mois d’octobre a également été consacré à la préparation du Module 3, sur les aspects scientifiques et physiologiques de la méthode Longévité. La recherche bibliographique a été lancée pour expliquer les mécanismes de la cétose nutritionnelle, la perte de poids et la préservation musculaire.
## **Novembre**
*Objectif principal : Finalisation du Module 2, point mi-parcours avec la fac, et développement de l’aspect “innovation” du projet.*
1. ##### **Point mi-parcours avec la fac**
Une séance a été organisée pour faire le bilan de l’avancement du projet avec les responsables du master. Ce fut l’occasion de partager notre travail réalisé jusque-là et de recevoir des retours précieux. Nous avons discuté de la progression des modules, et des ajustements ont été proposés pour optimiser notre approche pédagogique.
2. ##### **Aspect innovant**
À partir des retours obtenus lors du point mi-parcours, nous avons réfléchi à une dimension innovante pour notre projet. Nous avons proposé la création d’un agent intelligence artificielle (IA) destiné à aider les professionnels de santé dans leur compréhension et leur application de la méthode Longévité. Ce projet a été présenté à la startup Montaigne Nutrition, et nous avons détaillé sa structure dans un brief que nous avons ensuite soumis.
Voici les éléments clés de l’innovation :
- Objectif de l’IA : Fournir des réponses rapides et fiables aux questions fréquentes des professionnels de santé sur la méthode Longévité, améliorer la compréhension médicale et accélérer la prescription de la méthode.
- Public cible : Médecins généralistes, diététiciens/nutritionnistes et autres professionnels paramédicaux.
- Fonctionnement : L’IA répondra aux questions sur les mécanismes physiopathologiques, les phases de la méthode, et les contre-indications. Elle redirigera également vers les fiches et supports créés.
- Contraintes : L’IA ne doit pas se substituer à un diagnostic médical, et elle respectera un cadre strict de réponses non personnalisées.
- Ce projet innovant vise à rendre l’information plus accessible et cohérente pour les professionnels, facilitant ainsi l’adoption de la méthode Longévité.
4. ##### **Finalisation du Module 2 : Écoute, empathie et suivi actif**
En parallèle, nous avons finalisé le contenu du deuxième module, en mettant l’accent sur l’écoute active et le suivi du patient. Nous avons élaboré des scripts, des cas pratiques simulés, et des outils de feedback pour renforcer l’efficacité des entretiens.
5. ##### **Préparation du Module 3 : Science et physiologie du rééquilibrage**
Nous avons commencé à préparer le contenu scientifique du Module 3, en détaillant les mécanismes de la cétose et de la perte de poids. Ce module inclura des données sur la physiologie métabolique, les bénéfices cliniques et les points de sécurité.
##### **Plan du brief agent AI**
1 - Présentation du projet Longévité
→ rappeler la méthode cétogène, les 2 phases, le public, la promesse, pourquoi former
les médecins
→ contextualiser
2 - Objectif de l’IA
➢ Fournir aux médecins une réponse fiable et rapide aux questions fréquentes sur
la méthode.
➢ Améliorer la compréhension médicale de la démarche Longévité.
➢ Accélérer la prescription ou recommandation de la méthode.
➢ Assurer une cohérence des explications entre tous les professionnels.
3 - Public cible
➔ Médecins généralistes
➔ Diététiciens / nutritionnistes
➔ Infirmiers / professionnels paramédicaux ?
→ Niveau : scientifique, pas grand public → réponses courtes mais exactes.
4 - Rôle et périmètres de l’IA
L’IA doit : Répondre aux questions médicales sur la méthode Longévité
➔ Expliquer les mécanismes : cétose, perte de poids, transition alimentaire…
➔ Donner des recommandations générales (pas personnalisées)
➔ Rediriger vers les supports officiels (fiches créées)
L’IA ne doit pas :
➔ Donner de diagnostic médical
➔ Personnaliser un régime pour un patient
➔ Contredire les données scientifiques validées
➔ Répondre en dehors du champ nutrition / méthode Longévité
5 - Ton et style de l’IA
➢ Professionnel et scientifique, mais accessible
➢ Synthétique (5 à 8 lignes ?)
➢ Pas infantilisant
➢ Pas trop marketing
➢ Toujours citer la phase correspondante (Phase 1 cétogène / Phase 2 reprise)
6 - Base de connaissances à intégrer
→ quelles données fournies ?
➢ nos fiches, supports de formation
➢ Le guide médical (des patients ?)
➢ Les données validées par l’équipe scientifique (sources ?)
➢ Les FAQ internes
➢ Liste des contre-indications (validées médicalement)
➢ Protocoles des 2 phases
➢ Infos produits (protéines, apports, teneur en glucides…)
7 - Exemples de questions que l’IA devra gérer
➢ “Combien de temps dure la phase cétogène ?”
➢ “Quelles sont les contre-indications médicales ?”
➢ “Comment surveiller un patient diabétique sous protocole Longévité ?”
➢ “Comment gérer une fatigue lors de l’entrée en cétose ?”
➢ “Comment réintroduire les glucides en phase 2 ?”
➢ “Un patient sous statines peut-il suivre la méthode ? »
➢ “Quels sont les signes d’un mauvais suivi de la méthode ?”
→ interviewer des professionnels de santé
8 - Contraintes techniques
➢ IA disponible via : site web / app / plateforme interne ?
➢ Réponses ≤ 150 mots
➢ Toujours citer nos sources internes
➢ Pas de réponses si la question sort du périmètre (dire “Je ne suis pas autorisée à
répondre à cela.”)
9 - Sécurité / conformité (obligatoire dans le médical)
➢ Aucune donnée personnelle patient
➢ Pas d’analyse individuelle
➢ Conformité RGPD
➢ L’IA doit décliner toute responsabilité médicale
➢ L’IA renvoie toujours au médecin pour une décision clinique
10 - Critères de réussite
➢ 95 % de réponses correctes selon l’équipe scientifique
➢ Taux de satisfaction utilisateurs > 4/5
➢ Aucune réponse hors cadre médical
➢ Réponses cohérentes et stables
## **Décembre**
*Objectif principal : Finalisation des modules, collecte de retours auprès des professionnels de santé et préparation du mémoire.*
1. ##### **Finalisation des modules**
Les derniers ajustements sur les modules 1 et 2 ont été réalisés début décembre. Les fiches pédagogiques et les supports visuels ont été intégrés dans les modules respectifs. Le contenu a été relu et validé par l’équipe, avant de passer à la phase de préparation pour la soumission finale.
2. #### **Collecte de retours auprès des professionnels de santé**
Nous avons pris l’initiative de solliciter des professionnels de santé pour obtenir des retours sur nos fiches pédagogiques. Nous avons contacté environ 20 nutritionnistes et professeurs via LinkedIn et par email. Malheureusement, seuls 5 retours ont été obtenus, principalement de la part des professeurs de la fac, mais ces retours ont été extrêmement précieux pour améliorer les documents.
3. ##### **Travail sur le mémoire**
Pendant ce mois, nous avons également commencé à travailler sur notre mémoire de fin de projet. Cette étape a été cruciale pour mettre en forme nos résultats, expliquer les choix méthodologiques, et contextualiser l’innovation du projet dans le domaine de la nutrition. Le travail sur le mémoire a été effectué en parallèle avec la finalisation des modules.
4. ##### **Préparation pour la soutenance**
Le mois de décembre a été consacré à la préparation de la soutenance. Nous avons consolidé tous les documents produits (modules, fiches, supports visuels) et mis en place une présentation claire et structurée pour exposer le projet dans son ensemble. La soutenance finale a été programmée pour le 19 janvier 2026.
5. ##### **Retours des nutritionnistes sur les fiches pédagogiques**
Nous avons décidé de demander l’avis de professionnels de santé sur les fiches pédagogiques des modules. Pour ce faire, nous nous sommes divisés en binôme afin de rechercher des nutritionnistes et professeurs susceptibles de nous faire des retours constructifs. Nous avons contacté environ 20 professionnels via LinkedIn et par email. Malheureusement, nous n’avons obtenu que 5 retours, tous provenant des professeurs de la fac. Bien que ce nombre de réponses soit limité, les retours reçus ont été précieux pour améliorer nos fiches.
# NUTRIII
**Liste des participants :**
- HADJ SLIMANE Meriem -
- DAAKIR Manal -
- CHEHAB Mariem -
- Serveux Alex -
**Cursus** : Master 2 Biologie Intégrative et Physiologie, parcours Nutrition, Qualité, Santé (NQS)
**Période** : du 01/09/2025 au 27/01/2026
**CONTEXTE DU PROJET**
Nutriii est une start-up française développant une application visant à évaluer l’impact nutritionnel et environnemental de l’alimentation à partir de l’analyse d’images de repas. L’application s’appuie sur des algorithmes d’intelligence artificielle capables d’identifier les aliments présents dans une assiette ainsi que leur grammage approximatif, avant de les comparer à des bases de données officielles de référence. Pour la dimension environnementale, Nutriii utilise principalement la base Agribalyse, qui fournit des analyses de cycle de vie (ACV) pour plus de 2 400 aliments. Pour la dimension nutritionnelle, l’application s’appuie sur des bases reconnues telles que Ciqual. Cette approche permet de fournir rapidement une estimation standardisée de l’empreinte carbone et de la qualité nutritionnelle des repas, sans nécessiter de saisie manuelle de la part de l’utilisateur. Elle représente un outil pertinent aussi bien pour les particuliers que pour les entreprises souhaitant établir un suivi plus précis de l’impact environnemental lié à la consommation alimentaire de leurs employés. Toutefois, les données issues des bases ACV restent des valeurs moyennes, calculées à partir de scénarios de production représentatifs, qui ne prennent pas pleinement en compte certaines sources importantes de variabilité, notamment la saisonnalité, les modes de production (plein champ, serre, serre chauffée) ou encore les différences de mix énergétique entre pays. Par ailleurs, Agribalyse est une base construite dans un contexte principalement français et européen. Son utilisation directe limite donc la précision des résultats lorsque Nutriii est déployée hors de ce périmètre géographique, ce qui pose un enjeu majeur dans une perspective de développement international de l’application.
**OBJECTIFS**
Durant ce projet nous avons eu différents objectifs à mener à terme. L'un des premiers travails à réaliser était d'améliorer la précision du Carbon Score calculé via Agribalyse, notamment en favorisant un enrichissement via d'autres indicateurs environnementaux (pas seulement le CO2). On à également pour objectif de déterminer si un score combiné environnement/santé est faisable selon la littérature ?
L'un des autres grands axe d'amélioration de ce projet est l'internationalisation de l'application. Les référentiels Agribalyse et Ciqual, sont français et globalement applicables à l’échelle européenne. En cas d’utilisation de l’application à l’étranger les résultats sont par définition moins pertinents (méthodes d’agriculture et d’élevage différents). Une étude est nécessaire pour définir les moyens à mettre en œuvre pour rendre l’application pertinente sur les autres continents
**JOURNAL DE BORD**
**PLAN DU JOURNAL DE BORD**
Aucune expérimentation n'a était nécessaire en laboratoire pour l'élaboration de ce journal de bord, donc nous allons résumer nos recherches bibliographiques et expliquer le cheminement intellectuel de nos avancées.
Notre journal de bord vas se décomposer en mois ou nous allons détaillé les évolutions de nos recherches dans nos 3 axes principaux : le score, l'internationalisation et l'innovation
**SEPTEMBRE - 2025**
Au cours du mois de septembre, le travail s’est structuré autour de deux axes principaux : la réflexion sur un score unifié santé–environnement et l’étude des bases de données nécessaires à l’internationalisation de Nutriii.
Une première avancée importante a été la découverte d’une étude universitaire allemande proposant un score dit *Scale Score*, basé sur une pondération entre score nutritionnel et score environnemental (**Druschba et al. (2023)**. Ce modèle a permis d’ouvrir une réflexion méthodologique sur la faisabilité d’un score fusionné au sein de Nutriii, tout en mettant en évidence un point critique : la pondération entre les deux dimensions reste largement subjective et peu justifiée scientifiquement, ce qui limite son intégration directe dans l’application.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-01/OwGimage.png)
Figure 1 : Schéma de pondération et de calcul proposé par Druschba et al. (2023).
Nous nous sommes notamment intéressés au rapport EAT-Lancet (2019), élaboré par une commission internationale de 37 scientifiques issus de 16 pays. Ce travail propose un cadre alimentaire mondial fondé sur l’optimisation conjointe de la santé humaine et du respect des limites planétaires. L’approche EAT-Lancet repose sur une matrice alimentaire définissant, pour chaque groupe d’aliments, des plages de consommation recommandées (en grammes par jour), permettant de réduire les risques de mortalité liés à l’alimentation tout en limitant les impacts environnementaux. Bien que scientifiquement robuste et largement reconnue, l’approche EAT-Lancet s’applique à l’échelle d’un régime alimentaire global, évalué sur plusieurs jours ou semaines. Elle n’est donc pas directement transposable à l’échelle d’un aliment, d’un plat ou d’un repas individuel
En parallèle, un travail de comparaison des systèmes d’étiquetage nutritionnel à l’international a été mené. Il ressort que le Nutri-Score est largement adopté en Europe, tandis que d’autres régions utilisent des approches différentes (labels en feux tricolores au Royaume-Uni, labels d’avertissement en Amérique du Sud, systèmes plus fragmentés dans les pays du Golfe). Cette diversité confirme la nécessité d’une approche flexible et adaptable pour Nutriii.
Le mois de septembre a également été marqué par une exploration approfondie des bases de données nutritionnelles et environnementales internationales. Les États-Unis et le Brésil disposent de bases publiques particulièrement riches pour la nutrition (USDA Food Data Central, TBCA, Food Switch Brazil), tandis que les données carbone restent plus limitées et souvent absentes à l’échelle nationale. Cette contrainte renforce l’intérêt de méthodes d’extrapolation ou de correction, notamment à partir de projets européens existants comme *Life Eco Food Choice*.
Enfin, les échanges ont mis en évidence plusieurs points de vigilance pour la suite du projet : la vérification des droits d’utilisation des bases de données dans un cadre commercial, l’évaluation de la granularité des données pour le calcul des scores, et la nécessité de clarifier le cahier des charges du scoring afin de garantir comparabilité, robustesse scientifique et lisibilité pour l’utilisateur. Ces travaux ont permis de poser les bases méthodologiques du projet et d’orienter clairement la suite vers une amélioration progressive des scores existants, plutôt que vers la création prématurée d’un score unifié unique.
**OCTOBRE - 2025**
Le mois d’octobre a marqué une étape clé dans la structuration du système de scoring environnemental de Nutriii et dans l’approfondissement de la réflexion sur son internationalisation.
Les travaux ont d’abord permis d’identifier de nouveaux leviers pertinents pour enrichir les scores existants. Parmi les indicateurs étudiés, la **saisonnalité** et la **certification biologique** (label bio) ont été retenues comme les plus pertinentes et les plus exploitables. La saisonnalité est apparue comme un facteur structurant de l’impact environnemental, notamment via les différents modes de production (sous serre chauffé, sous serre non chauffé, plein aire), tandis que le label biologique offre un signal clair et relativement standardisé. À l’inverse, le transport et l’emballage ont été jugés plus complexes à intégrer de manière fiable à partir d’un simple scan de repas, et leur impact étant en partie déjà inclus dans les données ADEME, et leur part d'impact final de l'empreinte carbonne ne représente que environ 10%, ce qui est très faible comparé aux deux autres facteurs.
Parallèlement, une attention particulière a été portée au projet européen **Life Eco-Food Choice**, dont l’objectif est d’harmoniser les données d’impact environnemental au sein de l’Union européenne. Ce projet, encore en phase méthodologique, confirme la pertinence d’une approche standardisée des ACV à l’échelle internationale, mais son horizon temporel (version finale attendue en 2026) limite son utilisation directe à court terme dans Nutriii. Il constitue néanmoins une base de réflexion solide pour la construction de méthodologies d’extrapolation.
Sur le plan nutritionnel, l’analyse de la base de données **USDA Foundation Foods** a montré qu’elle offre une description très détaillée des ingrédients bruts, comparable à Ciqual. Cependant, son intégration dans Nutriii nécessite un travail de **mappage avec Agribalyse**, notamment pour assurer la cohérence entre données nutritionnelles et environnementales. Des limites ont également été identifiées pour les produits transformés, en particulier l’absence d’informations clés pour le calcul du Nutri-Score.
Enfin, le mois d’octobre a confirmé plusieurs défis liés à l’expansion internationale : l’absence de systèmes de notation nutritionnelle unifiés dans certains pays (Afrique du Sud, Chine), la rareté des données carbone locales et la nécessité d’adapter les méthodes de calcul aux contextes nationaux. Ces contraintes renforcent l’orientation du projet vers une approche hybride, combinant bases de données de référence et facteurs d’ajustement transposables.
**NOVEMBRE - 2025 **
Ce mois a été marqué par la présentation de mi-parcours du projet Nutriii, qui a constitué une étape structurante pour la suite des travaux. Les retours du jury ont souligné la nécessité de renforcer la dimension innovante du projet, en dépassant une simple analyse des bases existantes pour proposer des pistes concrètes d’évolution méthodologique et technique.
Ainsi durant ce mois de novembre nous avons principalement développé cette partie innovation. Plusieurs pistes d’innovation ont été envisagées afin d’élargir les usages de l’application et d’en renforcer l’impact, tant auprès des utilisateurs individuels que des acteurs professionnels de l’alimentation :
- Dans un premiers temps nous avons pensée à l’intégration de données issues de notre application dans l'application santé de notre téléphone pour déterminer avec encore plus de précisions l'aspect de nos dépenses et prise énergétiques.
- Mais également le développement d’outils d’aide à la décision pour les restaurateurs et les cliens qui permettrait à partir d'un scan de déterminer le nutri-score et le Carbon score des repas à la carte. Cela permettrait également aux restaurateurs d'établir des menus nutrionnelement meilleur et d'avoir un impact carbonne réduit.
- Nous avons pensé à l’évolution vers des recommandations nutritionnelles et environnementales personnalisées à l’échelle de la semaine qui prendrait en compte le type de régime (végétariens, flexitarien,...). Cela donnerai directement des recommandations aux utilisateurs pour que leurs apports nutrionnel soient plus conforme à leur attente avec un bilan carbonne réduit aux maximum. Il y'a également une option de scan de frigo qui serait envisagable permettant aux utilisateurs de déterminer un repas facile, bon, avec un apport nutrionnel bon pour la santé et un faible carbon score.
- Par ailleurs, Nutriii pourrait proposer un système de scan de codes-barres pour les produits alimentaires transformés. À l’image d’applications existantes dédiées à la qualité nutritionnelle, cette fonctionnalité permettrait d’accéder instantanément aux informations nutritionnelles d’un produit, tout en y associant une estimation de son impact environnemental.
- Enfin, un moteur de recommandation pourrait suggérer des alternatives plus durables et de saison. Par exemple, proposer de la courge ou des légumes racines à la place de tomates hors saison
Décembre 2025
La première réunion de décembre avait pour objectif de passer en revue les propositions relatives à l’internationalisation et au scoring environnemental, et de les confronter au fonctionnement interne réel de Nutriii.
Concernant l’internationalisation, il a été confirmé que l’application repose sur une table centrale unique, Foods, enrichie dynamiquement par des déclencheurs de base de données. Contrairement au schéma académique initial proposé (reposant sur plusieurs tables distinctes : Pays, Aliments, Nutrition, NutriScore), le modèle de Nutriii privilégie une architecture simplifiée dans laquelle l’ensemble des informations est agrégé au sein de cette table pivot. Le flux opérationnel a été clarifié : une photo prise par l’utilisateur déclenche une reconnaissance par intelligence artificielle, suivie de l’insertion de l’aliment dans Foods, puis de son enrichissement automatique via des fonctions de correspondance avec des bases de référence spécifiques au pays (comme Agribalyse), aboutissant au calcul du NutriScore.
Sur le plan stratégique, il a été acté que le moteur interne de Nutriii continuerait d’utiliser des noms et codes universels de type LCI/LCA, indépendants de la langue, tandis que la gestion multilingue relèverait de la couche interface utilisateur, via des tables de traduction. Cette séparation permet de garantir la cohérence des calculs tout en offrant une flexibilité d’affichage pour les utilisateurs internationaux.
Concernant l’intégration des données internationales, une évolution importante du modèle a été proposée. Si la solution initiale des étudiants consistait à ajouter directement des colonnes liées au pays dans la table Foods, Sébastien a suggéré une approche plus évolutive reposant sur la création d’une nouvelle table de jonction country\_mapping. Cette table permettrait de relier la localisation de l’utilisateur à la base de données nutritionnelle et environnementale appropriée, tout en séparant clairement les données utilisateur des données alimentaires. Cette structure offre une meilleure maintenabilité et permet de gérer des cas complexes, tels que des dérogations régionales ou l’utilisation de sources nutritionnelles et environnementales distinctes pour un même pays.
Au niveau de la partie scoring un travail à était réalisé pour essayer de pauffiner le score carbonne de manière quantitatif. Afin d’évaluer la faisabilité d’un enrichissement quantitatif, nous nous sommes appuyés sur les rares données saisonnalisées disponibles dans Agribalyse, en particulier pour deux produits pour lesquels des scénarios distincts existent :
Tomate
- En saison : 0,63 kg CO₂ eq/kg
- Hors saison : 2,11 kg CO₂ eq/kg
Fraise
- En saison : 0,51 kg CO₂ eq/kg
- Hors saison : 0,59 kg CO₂ eq/kg
Ces données mettent en évidence une variabilité inter-espèces très marquée. La tomate présente une augmentation très forte de son impact carbone hors saison, alors que la fraise montre une variation beaucoup plus modérée. Cette observation constitue le point de départ de notre réflexion : un facteur de saisonnalité unique et uniforme ne permet pas de représenter correctement la diversité des situations agricoles. Sur cette base, nous avons proposé un modèle visant à ajuster le score environnemental Agribalyse par l’ajout de corrections différenciées :
**Score final = Score Agribalyse × (1+Δtotal) avec : Δtotal = Δculture+Δsaison+Δénergie**
ou **Δculture** : variabilité inter-espèces et sensibilité culturale ou trois grandes catégories ont été identifiées à partir de la littérature agronomique (**Verteramo Chiu et al.,2024)** :
- Cultures à forte sensibilité (ex. tomates, poivrons, aubergines)
Forte dépendance thermique, cycles longs, recours fréquent au chauffage hors saison.
- Cultures à sensibilité intermédiaire (ex. fraises, concombres, courgettes)
Besoin de protection fréquent mais chauffage non systématique, variabilité saisonnière modérée.
- Cultures à faible sensibilité (ex. laitues, herbes aromatiques, légumes-feuilles)
Bonne tolérance au froid, faible dépendance énergétique.
Cette classification visait à introduire un Δculture, représentant non pas une valeur mesurée, mais une tendance structurelle à l’intensification énergétique selon les espèces. Cependant, cette approche présente une limite importante : les catégories ne sont pas strictement exclusives. Certaines cultures combinent plusieurs caractéristiques (par exemple, des légumes tolérants au froid mais à cycle long), ce qui rend difficile de les résumer avec un seul chiffre.
Le terme **Δsaison** visait à représenter l’augmentation moyenne de l’impact carbone associée à une production hors saison, indépendamment du pays. En s’appuyant sur les ordres de grandeur observés dans Agribalyse et dans la littérature, les valeurs suivantes ont été explorées (Maria Ravani et al., 2023) :
- Cultures à forte sensibilité :
facteur hors saison ≈ 2,5 → Δsaison ≈ +1,5
- Cultures à sensibilité intermédiaire :
facteur hors saison ≈ 1,6 → Δsaison ≈ +0,6
- Cultures à faible sensibilité :
facteur hors saison ≈ 1,0 → Δsaison ≈ 0
les scores Agribalyse étant des moyennes annuelles, un modèle rigoureux devrait appliquer :
- des Δ positifs pour une production clairement hors saison,
- mais également des Δ négatifs pour une consommation strictement de saison.
Cette asymétrie n’était pas correctement intégrée dans la formulation initiale, ce qui contribuait à des écarts importants entre les scores calculés et les valeurs de référence.
Enfin, le terme **Δénergie** permettait de tenir compte du fait que l’impact climatique d’une même consommation énergétique dépend fortement du pays de production. L’intensité carbone de l’électricité varie considérablement à l’échelle mondiale, en fonction des sources de production (nucléaire, charbon, renouvelables) selon Our world in data (Ritchie et al.,2024).
Nous avons ainsi défini : énergie = Ipays/Imondiale
L’application de ce modèle a mis en évidence plusieurs limites majeures. Les scores obtenus peuvent s’écarter significativement des valeurs de référence (par exemple, un score de tomate hors saison largement inférieur à celui d’Agribalyse), révélant une forte sensibilité du modèle aux hypothèses retenues. Ainsi nos travaux d’enrichissement quantitatif sont mis en pause suite à ces différentes limites observées.
Janvier 2026
À la suite des limites identifiées lors de l’enrichissement quantitatif du score carbone, nous avons orienté notre réflexion vers une approche qualitative. Cette approche repose sur un constat simple : la saisonnalité des fruits et légumes constitue un levier de réduction de l’impact environnemental largement reconnu (Régnier et al., 2022).
Nutriii attribue à chaque aliment consommé un statut de saisonnalité parmi quatre catégories selon des calendriers de saisonnalité:
- Hors saison
- Disponible
- De saison
- Cœur de saison
Ces différents sont statues sont représentés par une barre graduée colorée allant du rouge au vert foncé (Figure 2)
Figure 2 : Représentation graphique de l’impact de la saisonnalité des aliments consommé
L’un des principaux défis de cette approche qualitative réside dans le fait que la saisonnalité des aliments n’est pas homogène à l’échelle mondiale. Nous avons ainsi défini quatre grandes zones de saisonnalité : Tempérée Nord, Tempérée Sud, Tropicale et Aride. Par la suite nous avons donc détérminée différentes table permettant l'intégration de cette fonction dans Nutriii. Ces différents tables permettent donc de reliées le pays ou le scan à était réalisée avec la saisonnalité du produit consommée et donc d'en déteminé le status du produit
Nous avons mis en place plusieurs mises en situation afin d’illustrer concrètement le fonctionnement et l’intérêt de notre approche qualitative au sein de l’application Nutriii.
Figure 3 : Apport de l’approche qualitative dans l’application Nutriii.
(A) Scan d’une tomate en France le 15 juin 2025 sur l’application Nutriii.
(B) Scan d’une tomate à Berlin le 30 septembre 2025 sur l’application Nutriii.
Concernant l'internationalisation, nous avons mis en place une architecture de données permettant de dissocier clairement la localisation de l’utilisateur des données intrinsèques aux aliments. L’internationalisation repose ainsi sur une table dédiée, *country\_mapping*, qui associe le pays dans lequel le scan est réalisé aux référentiels nutritionnels et environnementaux appropriés (par exemple CIQUAL et AGRIBALYSE pour la France, USDA pour les États-Unis). Cette approche permet également de gérer des cas de sources mixtes, comme certains pays disposant d’un référentiel environnemental national mais s’appuyant sur une base nutritionnelle étrangère.
En parallèle, l’origine réelle de production des aliments est prise en compte à travers la table *production\_zones*, indépendantes de la localisation de l’utilisateur. Cette distinction est essentielle, car l’impact environnemental d’un aliment dépend du lieu de production et non du lieu de consommation.
Le modèle final repose sur les principes suivants :
- Foods décrit l’aliment de manière canonique et unique,
- la localisation utilisateur est stockée séparément,
- country\_mapping sélectionne dynamiquement les référentiels selon le pays,
- production\_zones est utilisée uniquement dans Nutriii Pro pour affiner l’impact environnemental.
Ce modèle permet d’analyser un même aliment dans plusieurs pays, sans duplication de données, tout en garantissant cohérence, évolutivité et compatibilité avec les pipelines existants de Nutriii.
Figure : Schéma relationnel des tables utilisées pour le calcul des scores
# Projet X (Titre à définir)
**Liste des participants :**
- HAMITOUCHE Sylia - Sylia.Hamitouche@etu.sorbonne-universite.fr>;
- HANNI Yasmine - Yasmine.Hanni@etu.sorbonne-universite.fr
- LABAT Peio - Peio.Labat@etu.sorbonne-universite.fr
- SOMAUROO Imane - Imane.Somauroo@etu.sorbonne-universite.fr
# Projet N (Titre à définir)
**Listes des participants :**
- BABBUCCI Caroline - Caroline.Babbucci@etu.sorbonne-universite.fr
- BARRAS Louis - Louis.Barras.1@etu.sorbonne-universite.fr
- FRAGNAUD Enola - Enola.Fragnaud@etu.sorbonne-universite.fr
- HAMDI Lamia - Lamia.Hamdi@etu.sorbonne-universite.fr
- RADENAC Jules - Jules.radenac@etu.sorbonne-universite.fr
# UM5BIQ06 Communication et innovation en nutrition santé
# ENERGEL : Gel énergisant avec emballage comestible
***Participants :***
- Enola FRAGNAUD : /
- Jules RADENAC : /
- Imane SOMAUROO : /
- Caroline BABBUCCI : / caroline.babbucci@laposte.net
---
#### **PRÉSENTATION DU PRODUIT**
Face à l’accumulation des **déchets** issus des **produits nutritionnels sportifs**, nous avons imaginé une innovation simple et révolutionnaire : un gel énergisant conçu sans emballage polluant, grâce à une **coque comestible et biodégradable**.
Ainsi est né ENERGEL, le ***premier gel énergétique à packaging comestible***, pensé pour accompagner les sportifs tout en réduisant totalement les déchets sur les parcours.
ENERGEL répond à un double besoin :
- un besoin nutritionnel, en apport supplémentaire d’énergie grâce à des ingrédients naturels,
- un besoin écologique, en éliminant l’emballage plastique classique.
Ce produit incarne parfaitement notre mission : proposer une nutrition sportive plus responsable, plus naturelle et plus durable.
---
#### **TESTS R&D (Fablab)**
##### *Lundi 24 novembre :* Première journée de test
Réalisation pour la première fois de l’emballage comestible et du gel :
On a tout d’abord commencé par l’emballage qui demande, une fois fini 6 à 12h de repos à température ambiante. Pour cela nous avons mélangé dans un premier temps, dans un saladier, de l’eau, de l’amidon ainsi que de l’alginate de sodium. Dans le premier essai nous nous sommes trompés dans les quantités d’amidon. Nous avons donc dû recommencer. Pour le deuxième essai cette fois ci le mélange était bon. On a alors enchainé en faisant chauffé le tout aux alentours des 75 degrés tout en rajoutant de la glycérine végétale. On a alors placé le tout sur une plaque de silicone et étalé la quantité à disposition.
On doit après dans un test prochain rajouter des colorants naturels ou bien des arômes afin de donner du goût à l’emballage.
Pour le gel, le principe reste le même, on a pour commencer, broyer les fruits rouges glacés à l’aide d’un broyeur. On a récupéré la purée extraite et mélangée avec de l’agar agar, de l’alginate, de la gomme de xanthane, du sirop d’agave et de la glycérine. Le tout est ensuite chauffé à 85-90 degrés afin d’activer l’agar agar. Après quelques minutes, on laisse refroidir à 40 degrés et on rajoute alors tous les nutriments que l’on souhaite, les graines de chias et l’acide citrique.
Le gel est alors fini on le place au réfrigérateur pendant une heure et on pourra le lendemain associer l’emballage et le gel.
 
##### *Mercredi 26 novembre :*
Nous avons décidé de tester un second goût pour notre gel et avons donc décidé de choisir l'ananas. Nous voulions également tester si la texture était modifiée par ce changement de fruit. Nous avons conservé la même recette que précédemment, en réduisant légèrement la quantité d’ingrédients gélifiants, la texture du gel du 24 novembre étant un peu trop figée à notre goût.
Pour cette recette, nous avons également ajouté de la spiruline, connue pour ses nombreux bienfaits, dont des propriétés énergisantes.
Recette gel 26/11 :
- 100g d’ananas en morceaux (surgelés)
- 100 ml d’eau
- 40g de glucose (D+ glucose en poudre)
- 1 càs de sirop d’agave
- 1g environ d’agar-agar
- 1 càc de gomme xanthane
- 1 pincée de sel
- 1 càc de spiruline
- 1 càc de citron
- 1 càc d’alginate de sodium
La couleur finale de la préparation (verte comme l’algue) a retenu notre attention et nous avons donc décidé de ne pas retenir cet ingrédient pour les prochains tests. De plus, au niveau du goût de la préparation, la spiruline et l’ananas n’ont pas fait l’unanimité du groupe. Le sel s’est également fait trop ressentir.
Pour l’emballage, pour le moment, nous avons décidé de ne pas lui donner de goût particulier afin de perfectionner la texture. Nous l'aromatiserons par la suite avec une eau infusée. L’essai précédent n’était pas assez gélifié, pas assez « sec ». Il était donc difficile de décoller l’emballage de la plaque et de le manipuler. Nous avons donc décidé de changer les quantités de gélifiants/épaississants (x3 par rapport au premier essai).
Recette emballage 26/11 :
- Mélanger 250 ml d’eau + 15 g alginate de sodium
- 30g d’amidon modifié
- 3 càc de glycérine végétale
- Chauffer le tout entre 70 et 80°C jusqu’à l’obtention d’une préparation légèrement pâteuse mais lisse
- Étaler sur une plaque en silicone
- Laisser reposer 6h à 12h à T ambiante
La préparation était bien trop épaisse avec de nombreux grumeaux donc nous avons refait cette recette en diminuant cette fois les quantités de gélifiants/épaississants (x2 par rapport au premier essai).
Deuxième test emballage 26/11 :
- 200 ml d’eau + 10g alginate de sodium
- 20g d’amidon modifié
- 2 càc de glycérine végétale
- Ajouter 50 ml d’eau au fur et à mesure du chauffage
- Chauffer le tout entre 70 et 80°C jusqu’à l’obtention d’une préparation légèrement pâteuse mais lisse
- Étaler sur une plaque en silicone
- Laisser reposer 6h à 12h à T ambiante
##### *Jeudi 27 novembre :*
L’emballage réalisé la veille était réussi, facilement décollable et manipulable, assez élastique et résistant.
Pour le gel, nous avons conservé la recette précédente mais nous avons repris des fruits rouges et supprimé la spiruline. Nous souhaitions obtenir une texture qui se tienne mieux, sans être toutefois trop gélatineuse.
Recette gel 27/11 :
- 100g de fruits rouges (surgelés)
- 100 ml d’eau pour mixer les fruits
- 1 càs de sirop d’agave
- 1 càc de citron (le citron a été ajouté avec les ingrédients secs ci-dessous donc la préparation a un peu solidifié mais nous avons bien mélangé le tout puis ajouté au mélange fruité que l’on a mixé pour éliminer la majorité des grumeaux)
- 40g de glucose (D+ glucose en poudre)
- 1g environ d’agar-agar
- 1 càc de gomme xanthane
- 1 pincée de sel
- 1càc d’alginate de sodium
La préparation est par la suite placée dans des moules (ici pour tablette de chocolat) afin de leur donner leur forme définitive et que les gels soient plus facilement manipulables.
##### **
Nous avions oublié de tamiser la préparation avant de la chauffer donc il reste des pépins/graines de fruits rouges dans le gel, ce qui n’est pas optimal et agréable à la dégustation. À bien noter pour l’essai suivant.
L’essai reste cependant concluant comme on peut le voir ci-dessus. Le format sera a adapter par la suite pour être dans un format commercialisable.
##### *Lundi 1er décembre :*
L’idée était de tester un nouveau goût de gel, avec un fruit potentiellement plus sucré et dont la texture serait idéale pour la réalisation du gel. Nous avons donc choisi d’utiliser de la **mangue**, suivant la recette ci-dessous :
Recette gel 1/12 :
- 100g de mangue fraiche
- 100 ml d’eau pour mixer
- 2 càs de sirop d’agave
- 1 càc de citron
- 40g de glucose (D+ glucose en poudre)
- 1g environ d’agar-agar
- 1 càc de gomme xanthane
- 1 pincée de sel
- 1càc d’alginate de sodium
Nous avons également répété la recette de l’emballage comestible en réalisant cette fois-ci, une infusion à chaud à la menthe pour aromatiser notre préparation. Seuls les 50 ml d’eau ajoutés lors du chauffage étaient infusés. Lors du prochain essai, nous essaierons de mettre uniquement de l’eau aromatisée dans notre préparation afin de lui donner plus de goût.
# Boisson innovante
# Projet innovation en santé -Boisson innovante à base de khamare
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#### **Informations**
**Participants :**
- Myriam GAKOU -
- Céline DOUGUET -
- NOUR Imoussaine - nour.Imoussaine@etu.sorbonne-universite.fr
**Cursus** : Master 2 Nutrition, Qualité, Santé (NQS)
**Période** : du 01/09/2025 au 04/12/2025
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#### **Contexte**
KAMAÉ est un projet de boisson naturelle pétillante à base de khamaré, une racine traditionnellement utilisée pour le bien-être féminin. Face à la demande croissante de boissons saines, sans additifs et axées sur l’équilibre du corps, nous avons développé une recette simple, naturelle et pensée pour accompagner les femmes dans leur quotidien. Notre objectif est de proposer un produit moderne, authentique et accessible, qui répond aux attentes actuelles : naturalité, transparence, bien-être et engagement écologique, grâce à un packaging en verre recyclable et des ingrédients naturels. Le travail portera sur la mise au point d’une base de formulation, sur toute l’étude marketing et sur la communication qui va avec.
#### **Objectifs**
L’objectif de ce projet est de concevoir et développer la boisson KAMAÉ en travaillant à la fois sur sa formulation et sur son lancement marketing. Cela implique de déterminer la meilleure recette possible, notamment le dosage optimal du khamaré et l’équilibre avec les autres ingrédients, puis de structurer l’ensemble du processus de mise sur le marché : tout le marketing de la marque donc des allégations scientifiques concernant notre produit jusqu’à la stratégie de communication.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-11/img-4756.jpeg)
#### **Septembre**
**1. Définition de l’idée et exploration préliminaire**
En septembre, on a travaillé sur la recherche du concept général du projet. L’objectif était d’identifier une idée innovante, réalisable et alignée avec les tendances actuelles du marché des boissons naturelles.
Travail réalisé :
- Analyse des attentes actuelles des consommateurs : naturalité, bien-être, recettes simples, ingrédients authentiques.
- Observation du marché : kombucha, boissons florales, infusions froides, eaux aromatisées naturelles.
- Recherche d’un ingrédient différenciant → khamaré (racine de vétiver), encore inexploité en boisson en Europe.
- Analyse des usages traditionnels du khamaré : infusion, décoction, boisson fraîche, bienfaits perçus sur le bien-être féminin, la digestion et l’équilibre hormonal.
- Étude des opportunités : absence totale de boisson à base de khamaré (racine de vétiver) sur le marché européen.
- Recherche d’un positionnement unique alliant tradition + modernité + naturalité.
- Exploration du potentiel sensoriel du khamaré (notes boisées, florales, fraîches).
Cette phase a permis de valider l’idée : Créer une boisson pétillante naturelle à base de khamaré, orientée bien-être féminin.
**2. Début de la recherche bibliographique**
Objectifs :
- comprendre les propriétés de la racine,
- anticiper les contraintes réglementaires et scientifiques pour une boisson commercialisable.
Les axes étudiés :
- Botanique du vétiver : composition (sesquiterpènes, tanins…), propriétés physico-chimiques, modes de culture…
- Bienfaits traditionnels du khamaré : digestion, apaisement, confort féminin
- Marché : croissance des boissons naturelles, florales, botaniques, absence de boisson au khamaré sur le marché → opportunité forte et positionnement unique.
Les bases aromatiques sont validées, le potentiel de marché est confirmé, et le khamaré devient officiellement l’ingrédient signature de la boisson Kamaé.
#### **Octobre**
**1. Début de l’étude de marché
**Objectifs : comprendre la demande, identifier les cibles, analyser les concurrents indirects.
- Étude des concurrents : Kombucha, boissons florales, eaux infusées, “botanical drinks”.
- Analyse des prix du marché : boissons naturelles entre 2,50 € et 4,50 €.
- Identification des facteurs de différenciation : ingrédient inédit en Europe (khamaré), naturalité, recettes courtes et simples, esthétique premium, storytelling centré sur le bien-être féminin.
Cette étude a confirmé qu’un positionnement premium naturel est non seulement possible mais porteur.
**2. Construction de l’identité de marque**
Travail réalisé :
- Choix du nom KAMAÉ, évoquant douceur et naturalité.
- Définition des valeurs : authenticité – naturalité – bien-être.
- Premier travail sur l’univers graphique : palettes florales, ambiance naturelle, modernité.
- Début du storytelling : origine du khamaré, usage traditionnel et réinterprétation contemporaine.
**3. Étude de marché approfondie & communication **
- Définition de nos cibles : femmes atteintes d’endométriose, personnes atteintes de maladies inflammatoires ou atteintes de problèmes de digestion, les sportifs
- Définition des messages clés et des tons : une boisson qui allie fraîcheur, élégance et bien-être naturel.
- Analyse des opportunités : absence totale de khamaré dans les boissons européennes.
- Étude des canaux de vente potentiels : marchés locaux, épiceries fines, boutiques bio…
**4. Préparation de la phase R&D / commande des ingrédients**
Pour anticiper les essais au FabLab, une liste complète d’ingrédients a été établie : racine de khamaré, plantes (verveine, hibiscus…), fruits et arômes naturels.
La commande a été validée et envoyée au FabLab.
#### **Novembre**
**1. Phase R&D / tests au FabLab**
Objectifs :
- tester différents dosages de khamaré,
- explorer les associations aromatiques,
- trouver des recettes équilibrées, naturelles et cohérentes avec le concept.
Travail effectué :
- infusion du khamaré à différentes intensités,
- tests de combinaisons fruitées, florales et citronnées,
- ajustement sur la douceur et l’amertume en bouche,
- standardisation des étapes techniques (filtration, dilution, texture).
**2. Résultat des tests : validation de 3 recettes finales**
Après plusieurs essais sensoriels, le groupe valide trois recettes qui respectent les critères gustatifs et marketing :
1. Fraise – Framboise – Khamaré
→ note fruitée, fraîche et dynamique.
2. Verveine – Citron – Khamaré
→ recette légère, apaisante et citronnée.
3. Orange – Fleur d’oranger – Khamaré
→ mélange floral et aromatique, très cohérent avec l’identité bien-être.
Ces trois recettes sont retenues pour devenir les prototypes officiels.
**3. Finalisation du dossier pour la présentation**
Fin novembre, on prépare l’ensemble du projet pour la présentation finale du 4 décembre 2025
# Le smoothie “Skin Caire”
**Participants :**
- ****
- [**Heyam Seghir** heyam.seghir@etu.sorbonne-universite.fr](mailto:chaimae.chaimae@etu.sorbonne-universite.fr/%20heyam.seghir@etu.sorbonne-universite.fr/)
- [**Sylia Hamitouche** ; sylia.hamitouche@etu.sorbonne-universite.fr](mailto:_sylia.hamitouche@etu.sorbonne-universite.fr)
# UE LU3SV564 - Démarche scientifique et application à l'écologie (Ecologie Urbaine)
# New Page
# LU3SV564 : Impact de l’éclairage nocturne par des lampadaires sur les végétaux en ville
Dans quelle mesure la pollution lumineuse urbaine, par la modification du cycle jour/nuit via un éclairage nocturne et la nature spectrale des sources d’éclairage artificiel (LED et lampes à vapeur de sodium), influence-t-elle l’activité photosynthétique, la croissance foliaire et racinaire, la floraison et la fructification des végétaux photosensibles comme le haricot (Phaseolus vulgaris) et le radis (Raphanus sativus) ?
Mails : ; ; ;
Date de début : 22/10/2025
**Introduction :**
**Matériaux / Outils / Machines :**
- Luxmètre
- Deux étagères, avec 95cm de différence entre nos pots, et l'étagère du dessus
- 2 planches de cartons pour séparer les lots de plantes
- 90 graines de haricots (*Phaseolus vulgaris*) et 135 graines de radis (*Raphanus sativus*)
- 90 pots en plastique de 7 cm de diamètre
- Vermiculite pour les pots (18g par pots)
- Engrais (en bouteille : *Root Booster : Wurzelstimulator, Terra Aquatica*)
- 2 panneaux de LED blanches : à 10 et 20 Lux
- 2 minuteurs pour les lumières
- 6 plateau pour poser les plantes dessus et faciliter l'arrosage
- Une burette graduée de 2L pour l'arrosage
**Montage :**
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-10/whatsapp-image-2025-10-24-a-12-03-51-db9e25a6.jpg)
Montage des étagères le vendredi 17/10, toutes deux placées devant des fenêtres; et séparées chacune par des grands cartons attachés avec du scotch et de la ficelle.
22/10 :
- Mise en terre des graines (2/pot pour les haricots, 3/ pots pour les radis) dans des pots contenant 18g de vermiculite, et ce sur les 3 conditions, 15 fois par espèce => total de 135 pots)
- Disposition des plateaux et arrosage
- Installation des panneaux LED : collage de bandes LED avec de la colle chaude et du scotch sous les étagères, puis dosage de l'intensité par ajout de gaffeur sur les LED : Panneaux à 10 et 20 lux faits
- Arrosage avec 1,5L d'eau
**Journal de bord :**
- 17/10 : prégermination des graines de haricots dans de l'eau, puis dans des cotons humides (dès le 19/10)
- 22/10 : Mise en terre des radis et haricots, et arrosage avec 1,5 L par plateaux
- 2 graines de haricots / pots
- 3 graines de radis / pots
- Arrosage tous les deux à trois jours et prise de mesures
- 24/10 : arrosage des groupes, 2 L par plateaux car avant un week-end, avec 8mL d'engrais (4mL/L d'eau)
- 27/10 : il restait de l'eau dans les plateaux et la vermiculite était gorgée : nous avons donc décidé de ne pas arroser aujourd'hui et de réduire drastiquement la quantité d'arrosage à 1L par plateaux pour 2j. Les plants de radis ont cependant germé, ainsi que quelques haricots.
- 29/10 :
- 31/10 :
- 03/11 :
- 05/11 :
- 07/11 :
# LU3SV564 : impact des vibrations du métro parisien sur le développement des plantes
#### Informations
- Jolhan Perrin, Gaspard Rollin, Violette Noël, Shan-ning Phillipot
- ,
- L3 Sciences de la Vie - Projet d'UE - Démarche scientifique en Écologie urbaine (LU3SV564)
- **Septembre 2025 - Décembre 2025**
#### Contexte
\[INTRODUCTION\]
#### Objectifs
Nulla imperdiet mattis neque non vehicula. Aliquam aliquam ac lectus non euismod. Nulla facilisi. Fusce fermentum enim magna, vel consectetur sem malesuada eu. Integer ac iaculis magna, dictum posuere neque. Sed pretium dignissim arcu, vel maximus felis cursus in.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2022-05/image-1653061695508.jpeg)
*Ajouter au moins une image de votre projet*
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##### Construction du générateur de vibrations
Pour toute personne débutant en Arduino, comme nous l’avons été, n’hésitez surtout pas à regarder des vidéos et à vous aider de l'intelligence artificielle, surtout pour la programmation. Si vous utilisez une pièce électronique particulière, regardez sur Google sa “datasheet”, cela vous aidera énormément à comprendre ou brancher quoi.
Afin de reproduire artificiellement les fréquences vibratoires émises par les métros parisiens, nous avons décidé d’utiliser un programme Arduino. Ceci nous permet de facilement contrôler les vibrations de manière à reproduire les heures de passage des métros et leur durée de “ressenti” sur un point fixe; le tout pour un coût relativement bas.
La programmation Arduino devait aussi servir à programmer un capteur de vibration, sur la base du projet Sismomètre Vibrasense. Nous devions programmer l’arduino de manière à n’utiliser qu’un seul capteur Vibrasense (l’Axe Z), mais ceci a été abandonné car le capteur n’était pas assez précis. Il reste cependant efficace pour détecter une vibration.
Nous avons tout d’abord commencé par suivre un cours d’initiation à l’arduino, afin de comprendre le fonctionnement de la carte Arduino UNO, les fondamentaux sur les branchements et sa programmation sur le logiciel Arduino IDE.
Ensuite, nous avons commandé 8 shakers (des hauts-parleurs sans membrane) Monacor AR30, sur la base d’un article similaire à notre projet ([https://doi.org/10.3390/acoustics7030045](https://doi.org/10.3390/acoustics7030045))
L’arduino UNO seul n’apporte pas suffisamment de puissance pour faire fonctionner les 8 shakers. Il ne permet pas non plus de tous les connecter. Nous avons donc décidé d’utiliser une puce LM386 qui est un amplificateur sonore, accompagnée d’une alimentation 12 V-3 A.
Nous avons utilisé un oscilloscope et un générateur de fréquence, avant d’utiliser l’arduino, pour visualiser la fréquence que l’on souhaitait programmer et vérifier si l’application Phyphox du téléphone reconnaissait correctement la fréquence produite par le générateur.
Nous devons avant tout connaître la puissance nécessaire pour faire fonctionner correctement les shakers :
P = Ri^2
i = sqrt(P/R) = sqrt(15/8) ≈ 1,4A (15 car 15W et 8 car 8 Ohm pour un shaker)
U = Ri = 11V
Même si cela est valable pour un seul shaker, nous nous sommes rendu compte qu’une seule alimentation suffisait (sûrement du fait qu’une simple fréquence ne demande que très peu de puissance). Chaque shaker branché n’ajoutait pas 1,4A
Il nous était toutefois nécessaire d’utiliser l’arduino et non le générateur car ce dernier ne nous permet que de produire une fréquence sans arrêt. De plus, nous souhaitons générer plusieurs fréquences en même temps, ce que le générateur ne peut pas faire (nous utiliserons in fine qu’une seule fréquence, expliquée plus bas).
Avec l’arduino et la puce LM386, le branchement pour un seul shaker était le suivant :
Nous avons utilisé un condensateur d'entrée de 0,25uF et un condensateur de sortie de 225uF (pourquoi ces valeurs ?), une résistance de 10KΩ sur l’entrée + du LM386, une résistance de 20KΩ la broche de sortie du LM386, et une résistance de 1,8KΩ à l’entrée - du LM386 ( pourquoi je ne sais pas non plus, il y a une histoire de R2 divisé par R1,mais c’est tout ce que je sais)
Bien que fonctionnelle, la puce s’est mise à court-circuiter. Nous avons effectué plusieurs changements de branchement, notamment l’ajout de condensateur, afin d’apporter un pic de fréquence plus “jolie” sur Phyphox, mais, nous supposons surtout que le problème venait du fait que la puce ne pouvait dégager que 1W de puissance max. Il tournait donc constamment à plein régime, ce qui l'a probablement fait cramer.
Entre-temps, nous avions commandé des moteurs Driver L298N, qui ne semblaient pas le plus optimal pour l’amplification de son; là où le LM386 est son principal objectif. Mais face au manque de temps et de budget, nous nous sommes rabattus sur ceux-là, pouvant accepter plus de puissance (15-25 W). Nous avions en tout 4 L298N, 1 pour 2 shakers. (le passage d’un métro n’est pas sinusoïdal, donc cela nous arrange en quelque sorte que la fréquence émise ne soit pas parfaite).
**Voici donc le branchement pour 2 shakers**. Nous avons utilisé un arduino pour 4 shakers, soit pour 2 L298N, soit pour 1 plaque :
**Info complémentaire à la compréhension du montage**
Le logiciel tinkercad ne permet pas d’ajouter le module L298N, il est représenté ici par la petite breadboard, à gauche. Les branchement dessus sont les suivants (se référer à la datasheet):
- Shaker 1 sur OUT1 et OUT2 (peu importe le câble)
- Shaker 2 sur OUT3 et OUT4 (peu importe le câble)
- Câble rouge sur 5V (pas celui du shaker !)
- Câble noir sur GND (pas celui du shaker !)
- Câbles oranges sur IN1 et IN3
- Câbles violets sur IN2 et IN4
- Câbles rôses sur ENA et ENB
Les broches 9 et 10 de l’arduino ne sont pas choisies au hasard : ce sont des broches PWM qui permettent de simuler une onde analogique (via un (cos) dans le programme), au lieu d'être bloquées à 'pleine puissance ON' ou 'pleine puissance OFF'.On essaye de reproduire au mieux une onde sinusoïdale, il nous faut donc un signal normal et son exact opposé (d’où l’utilisation de 2 broches). Le souci est que ce hachage apporte une fréquence de 490hz qui est audible lorsque l’on lance l’arduino et nous avons donc un son d’au moins 80 dB, ce qui n’est pas du tout agréable. Pour résoudre ce souci. Nous avons changé la fréquence de hachage à une fréquence inaudible dans le programme, ce qui a considérablement diminué le bruit émis par les shakers. D’autres broches sont PWM sur l’arduino UNO mais fonctionnent par paire. En utilisant les broches 9 et 10 spécifiquement, on change dans le programme la fréquences des 2 broches, connecté entre elle par TIMER 1 : TCCR1B = TCCR1B & 0b11111000 | 0x01; (01 pour TIMER 1, il ya 3 TIMER car 6 PWM sur l’arduino UNO)
À notre grande surprise, l’alimentation n’était pas nécessaire pour produire la fréquence que l’on souhaitait (l’amplitude de fréquence étant très basse, et le L298N ayant un” boost de puissance”, il se suffisait à lui tout seul pour fournir la puissance nécessaire).
Du fait qu’il n’est pas optimisé pour l’amplification sonore, nous avons dû nous contenter d’une fréquence que l’on programme. Sans ça l’amplitude de nombreuses fréquences non désirées devenait importante (ce n’était pas des harmoniques, normalement).
**Le programme repose sur plusieurs principes :**
- Une durée de vibration de 7 secondes (temps durant lequel nous avons ressenti les vibrations du métro sur un point fixe)
- Absence de vibration pendant 2 min (un métro passe toutes les 2 min en moyenne sur un même point, selon la RATP)
- Absence de vibration entre 1h30 et 5h30 du matin (les métros ne passent pas sur ces heures-ci, en moyenne, selon la RATP)
[https://www.bonjour-ratp.fr/horaires-metro/](https://www.bonjour-ratp.fr/horaires-metro/)
- Nous comptions initialement simuler plusieurs pics de fréquences, mais face au matériel peu adapté, nous avons dû utiliser qu’une seule fréquence (sans ça nous obtenions des amplitudes très importantes de fréquences non souhaitées).
On utilise aussi l’opérateur modulo pour que le temps se réinitialise toutes les heures (3 600 000ms). C’est quelque chose que l’on avait pas pris en compte en début de l’expérience mais l’arduino avait tendance à ne plus vibrer, probablement parce que le temps devenait trop important.
**Le programme arduino est le suivant :**
// --- Bibliothèques ---
\#include <math.h> // Pour cos() et M\_PI
const int brochePWM\_A = 9;
const int brochePWM\_B = 10;
const float frequence = 60.0;
// Ton réglage d'amplitude (volume)
const float amplitude = 100; // L’amplitude ici n’est pas celle que l’on a sur pyphox, mais c’est en la modifiant que l’on arrive à celle désirée
// --- PARAMÈTRES DU CYCLE ---
const unsigned long DUREE\_ON = 7000UL; // 7 secondes
const unsigned long DUREE\_OFF = 120000UL; // 2 min
// --- CONSTANTES PRÉ-CALCULÉES ---
const float omega = 2.0 \* M\_PI \* frequence;
const float MILLIS\_EN\_SECONDES = 1000.0;
const unsigned long PERIODE\_LOOP = 3600000UL; // (60 \* 60 \* 1000)
// --- VARIABLES GLOBALES ---
unsigned long debutCycle = 0; // Chronomètre pour le cycle ON/OFF
void setup() {
pinMode(brochePWM\_A, OUTPUT);
pinMode(brochePWM\_B, OUTPUT);
Serial.begin(115200);
// --- LIGNE MAGIQUE (PWM Ultrasonique Timer 1) ---
TCCR1B = TCCR1B & 0b11111000 | 0x01;
// Initialise le début du premier cycle
debutCycle = millis();
}
void loop() {
unsigned long tempsActuel = millis();
unsigned long tempsDansCycle = tempsActuel - debutCycle;
if (tempsDansCycle < DUREE\_ON) {
// --- PÉRIODE "ON" (Vibration pendant 7s) ---
// On utilise l'opérateur modulo (%) pour que le temps "boucle"
float t\_secondes = (float)(tempsActuel % PERIODE\_LOOP) / MILLIS\_EN\_SECONDES;
float cosValue = cos(omega \* t\_secondes);
float V\_float = 127.5 + (amplitude \* cosValue);
int V\_pwm = (int)V\_float;
analogWrite(brochePWM\_A, V\_pwm);
analogWrite(brochePWM\_B, 255 - V\_pwm);
}
else if (tempsDansCycle < (DUREE\_ON + DUREE\_OFF)) {
// --- PÉRIODE "OFF" (Pause pendant 2min
int pointMilieu = 128;
analogWrite(brochePWM\_A, pointMilieu);
analogWrite(brochePWM\_B, pointMilieu);
}
else {
// --- FIN DU CYCLE (7s + 2min écoulées) ---
// Le cycle est terminé, on le redémarre
debutCycle = tempsActuel;
}
}
\----
##### Étape 3
**Code R :**
Test pour les bôites de pétri
\# On importe les données excel dans Rstudio
library(readxl)
Donnee\_excel <- read\_excel(file.choose())
\# On renomme les colonnes pour plus de simplicité
colnames(Donnee\_excel) <- c("Boite", "Traitement", "Heures", "Nb\_Graines", "Total")
library(tidyr)
Donnee\_excel <- uncount(Donnee\_excel, weights = Nb\_Graines)
\# On retire les 168 première heures, là où il n'y a pas eu de germination, et on considère que la première mesure de germination est au temps 0
Donnee\_excel$Heures<-Donnee\_excel$Heures-168
\# On vérifie la distribution des données
hist(Donnee\_excel$Heures)
hist(log(Donnee\_excel$Heures))
\# La distribution ne suit pas une loi normale, on doit alors utiliser un test non paramétrique
\# On utilise alors le test de Wilcoxon afin de comparer les rangs plutôt que la moyenne
wilcox.test(Heures ~ Traitement, data = Donnee\_excel)
\# On représente les données
library(ggplot2)
couleurs <- c("Contrôle" = "red", "Vibration" = "blue")
ggplot(Donnee\_excel, aes(x = Traitement, y = Heures, fill = Traitement)) +
geom\_jitter(alpha = 0.3, width = 0.2, color = "black") +
geom\_boxplot(alpha = 0.7, outlier.shape = NA) +
labs(y = "Heures après premier relevé",
x = "Traitement")
scale\_fill\_manual(values = couleurs) +
theme\_minimal() +
theme(legend.position = "none")
Wilcoxon rank sum test with continuity correction
data: Heures by Traitement
W = 9185.5, p-value = 0.1384 ; alternative hypothesis: true location shift is not equal to 0
Test pour la taille d’hypocotyle
\# on importe les données excel dans Rstudio
library(readxl)
donne\_excel\_hypocotyle\_feuille <- read\_excel(file.choose(), sheet = "pousse")
donne\_excel\_masse <- read\_excel(file.choose(), sheet = "Masse")
\# On renomme les colonnes pour pouvoir les étaler et obtenir une graine par ligne
colnames(donne\_excel\_hypocotyle\_feuille) <- c("pot", "traitement", "longeur\_hypocotyle", "Nb\_feuille")
\## Analyse de la longueur des hypocotyles
\# On regarde la distribution des données
hist(donne\_excel\_hypocotyle\_feuille$longeur\_hypocotyle)
\# La longueur d'un hypocotyle est un Reel Positif, on applique alors la loi GAMMA
glmG <- glm(longeur\_hypocotyle ~ traitement, family = "Gamma", data = donne\_excel\_hypocotyle\_feuille)
anova(glmG, test = "Chisq")
\# On regarde le sens de significativité
tapply(donne\_excel\_hypocotyle\_feuille$longeur\_hypocotyle, donne\_excel\_hypocotyle\_feuille$traitement, mean)
\# On représente les données
library(ggplot2)
couleurs <- c("Contrôle" = "red", "Vibration" = "blue")
ggplot(donne\_excel\_hypocotyle\_feuille, aes(x = traitement, y = longeur\_hypocotyle, fill = traitement)) +
geom\_jitter(width = 0.2, size = 2, alpha = 0.4, color = "black") +
# alpha = 0.7 pour voir un peu les points derrière
# outlier.shape = NA car on affiche déjà tous les points
geom\_boxplot(alpha = 0.7, outlier.shape = NA) +
labs(
y = "Longueur de la hypocotyle (cm)",
x = "Traitement") +
scale\_fill\_manual(values = couleurs) +
theme\_minimal()
Df Deviance Resid. Df Resid. Dev Pr(>Chi)
NULL 127 51.952
traitement 1 1.8966 126 50.056 0.02002 \*
\---
Signif. codes: 0 ‘\*\*\*’ 0.001 ‘\*\*’ 0.01 ‘\*’ 0.05 ‘.’ 0.1 ‘ ’ 1
Mean “Contrôle” : 0.4228571 ; Mean “Vibration” : 0.5396552
\# Dans cette démarche, nous avons considéré les cotylédons comme des feuilles. Comme certaines feuilles ont uniquement
\# des cotylédons (Nb\_feuille = 2), il serait intéréssant de regarder le nombre de plantes ayant eu de vraies feuilles.
\# On crée une colonne binaire : Si Nb\_feuille est strictement supérieur à 2, on met 1 (Succès).
\# Sinon (donc si c'est égal à 2), on met 0 (Échec) → cotyledon
donne\_excel\_tige\_feuille$cotyledon <- ifelse(donne\_excel\_tige\_feuille$Nb\_feuille > 2, 1, 0)
glmB <- glm(cbind(Nb\_feuille, cotyledon)~ traitement,
family = binomial(link = "logit"), data = donne\_excel\_tige\_feuille)
anova(glmB, test = "Chisq")
Df Deviance Resid. Df Resid. Dev Pr(>Chi)
NULL 127 42.198
traitement 1 0.44514 126 41.753 0.5046
Test pour le nombre de feuille
\## Analyse du nombre de feuille
\# On regarde la distribution des données
hist(donne\_excel\_hypocotyle\_feuille$Nb\_feuille)
\# La distribution ne suit pas une loi normale, on doit alors utiliser un test non paramétrique
\# On utilise alors le test de Wilcoxon afin de comparer les rangs plutôt que la moyenne
wilcox.test(Nb\_feuille ~ traitement, data = donne\_excel\_hypocotyle\_feuille)
\# On représente les données
library(ggplot2)
couleurs <- c("Contrôle" = "red", "Vibration" = "blue")
ggplot(donne\_excel\_hypocotyle\_feuille, aes(x = traitement, y = Nb\_feuille, fill = traitement)) +
geom\_jitter(alpha = 0.3, width = 0.2, color = "black") +
geom\_boxplot(alpha = 0.7, outlier.shape = NA) +
labs(y = "Nombre de feuille par plante",
x = "Traitement")
scale\_fill\_manual(values = couleurs) +
theme\_minimal() +
theme(legend.position = "none")
Wilcoxon rank sum test with continuity correction
data: Nb\_feuille by traitement
W = 1971, p-value = 0.7649
alternative hypothesis: true location shift is not equal to 0
Test pour la masse fraîche par plante
\## Analyse de la masse fraiche aérienne par pot
\# On regarde la distribution des données
hist(donne\_excel\_masse $`masse/Nb`)
\# La distribution ne suit pas une loi normale, on doit alors utiliser un test non paramétrique
\# On utilise alors le test de Wilcoxon afin de comparer les rangs plutôt que la moyenne
wilcox.test(`masse/Nb` ~ traitement, data = donne\_excel\_masse)
\# On change l'unité de le masse en mg
donne\_excel\_masse$masse\_mg <- donne\_excel\_masse$`masse/Nb` \* 1000
\# On représente les données
library(ggplot2)
couleurs <- c("Contrôle" = "red", "Vibration" = "blue")
ggplot(donne\_excel\_masse, aes(x = traitement, y = masse\_mg, fill = traitement)) +
geom\_jitter(alpha = 0.3, width = 0.2, color = "black") +
geom\_boxplot(alpha = 0.7, outlier.shape = NA) +
labs(y = "Masse par plante (mg)",
x = "Traitement")
scale\_fill\_manual(values = couleurs) +
theme\_minimal() +
theme(legend.position = "none")
Wilcoxon rank sum exact test
data: masse/Nb by traitement
W = 15, p-value = 1
alternative hypothesis: true location shift is not equal to 0
# LU3SV564 : Impact des pluies acides sur la population des bactéries du sol
INFORMATIONS
- Hutan Thomas:
- Emma Husson:
- Melody Schmitt:
- Clara Xiang:
Problématique: Comment le pH des pluies urbaines influencent-ils la diversité, l'aspect et la croissance du bactérie du sol?
**Séance 1: 05/11/2025**
**Objectif de la séance: Tester différent facteur de dilution**
**Liste du matériel :**
-Pelle stérile
-Contenants stériles
-Échantillon de terre
-15g d'Agar-Agar
-20g de LB
-2L d'eau distillé
-9g de NaCl
-Tube de 50mL
-Micropipette
-20 Boites de pétries stériles
**Ce qu'on a fait:**
-Prélèvement d'échantillon de sol sur 3 zones différentes du site de Jussieu
-Préparation du milieu LB: 15g d'Agar-Agar + 20g de LB pour 1L d'eau distillé
-Préparation de l'eau physiologique: 9g de NaCl + 1L d'eau distillé
-On a pesé 1g de nos échantillons de sol mélangé et on l'a diluer dans 10mL d'eau physiologique, on l'appelle sol 1
-On a fait plusieurs dilution avec la sol 1:
- dilution 1: 200µL de sol 1 + 25mL d'eau physiologique
- dilution 2: 200µL de sol 1 + 50mL d'eau physiologique
- dilution 3: 133µL de sol 1 + 50mL d'eau physiologique
- dilution 4: 100µL de sol 1 + 50mL d'eau physiologique
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-12/img-8895.jpg)
-On a étaler 20mL de notre milieu LB dans 20 boites de pétrie stérile
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-12/image.jpeg)
-On a étaler 100µL dans 5 boites de pétrie pour chaque facteur de dilution
-On a incubé a 30°C pendant 48h
**Séance 2: 07/11/2025**
**Objectif de la séance: Choix du facteur de dilution et acidification du milieu**
**Liste du matériel :**
-pH mètre
-Solution tampon à pH 4
-Acide chlorhydrique avec gant et lunette de protection
-Pipette pasteur
-15 Boites de pétries stériles
**Ce qu'on a fait:**
-Refusion du milieu LB
-On a tamponné les pH mètre à l'aide de la solution tampon pH 4
-On a mesuré d'abord le pH du milieu LB puis on a acidifié à l'aide de l'acide chlorhydrique jusqu'à atteindre un pH à 5,6
-On l'a coulé dans 5 boites de pétries stériles.
-On a répété ce processus pour un pH à 4 et à 3
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-12/img-9201.jpg)
**Choix du facteur de dilution:**
- dilution 1:
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-12/1f945527-2f56-4c76-bb29-dc2b03ad4f02.JPG)
- dilution 2:
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-12/2ad4de5a-e0e5-4c25-9dc4-5db916a45cdf.JPG)
- dilution 3:
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-12/415a1da6-c786-4ead-99a5-a03f5f0d607d.JPG)
- dilution 4:
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-12/9bf7e88c-7749-4114-beec-0bec1042e98a.JPG)
La dilution 2 a été sélectionné car plus comptable et observable(même si la dilution 1 semble plus clair mais c'est due à un milieu LB mal préparé.
**Séance 3: 13/11/2025**
**Objectif de la séance: Préparation de nouvelle boite de pétrie avec le facteur de dilution numéro 2**
**Liste du matériel :**
-Échantillon de terre
-Eau physiologique préparée à la séance 1
-Milieu LB préparée à la séance 1
-6 Boites de pétrie stériles
**Ce qu'on a fait:**
-Refusion du milieu LB
-On a pesé 1g de nos échantillons de sol mélangé et on l'a diluer dans 10mL d'eau physiologique
-On a fait une dilution avec 200µL de sol 1 + 50mL d'eau physiologique
-On a étaler 20mL de notre milieu LB dans 6 boites de pétrie stériles
-On a étaler 100µL chaque boite de pétrie
-On a incubé a 30°C pendant 24h
**Séance 4: 14/11/2025**
**Objectif de la séance: Tamponner nos milieux acidifié**
On a sélectionné cette boite de pétrie car c'est la plus exploitable:
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-12/a1fe7e3e-8dcf-415d-bd1f-459b8135aca2.JPG)
**Liste du matériel :**
-Tampon
**Ce qu'on a fait:**
-On a tamponné nos milieux acidifié
-On les a mis au froid pendant 4 jours car week-end entre temps
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-12/a8c27042-f3ee-4052-b576-273c2ad98a63.JPG)
**Séance 5: 19/11/2025**
**Objectif de la séance: Observation des milieux**
**Ce qu'on a fait:**
-On a sorti les boites du froid pour les laisser a température ambiante
**Observation:**
Très peu de bactéries sur nos boites a pH 5,6 et inexistante sur nos boites de pétrie a pH 4 et 3. Cela peut sans doute être du à une longue exposition au froid.
**Séance 6: 21/11/2025**
**Objectif de la séance: Préparation d'un nouveau milieu LB**
**Liste du matériel :**
-7,5g d'Agar-Agar
-10g de LB
-500mL d'eau distillé
**Ce qu'on a fait:**
-Préparation du milieu LB: 7,5g d'Agar-Agar + 10g de LB pour 500mL d'eau distillé
**Séance 7: 24/11/2025**
**Objectif de la séance: Répétition de nos expériences**
**Liste du matériel :**
-Échantillon de terre
-Eau physiologique préparée à la séance 1
-Milieu LB préparée à la séance 1
-6 Boites de pétrie stériles
**Ce qu'on a fait:**
-Refusion du milieu LB
-On a pesé 1g de nos échantillons de sol mélangé et on l'a diluer dans 10mL d'eau physiologique
-On a fait une dilution avec 200µL de sol 1 + 50mL d'eau physiologique
-On a étaler 20mL de notre milieu LB dans 6 boites de pétrie stériles
-On a étaler 100µL chaque boite de pétrie
-On a incubé à 30°C pendant 24h
**Séance 8: 25/11/2025**
**Objectif de la séance: Répétition de nos expériences**
**Liste du matériel :**
-pH mètre
-Solution tampon à pH 4
-Acide chlorhydrique avec gant et lunette de protection
-Pipette pasteur
-15 Boites de pétries stériles
-Tampon
**Ce qu'on a fait:**
-Refusion du milieu LB
-On a tamponné les pH mètre à l'aide de la solution tampon pH 4
-On a mesuré d'abord le pH du milieu LB puis on a acidifié à l'aide de l'acide chlorhydrique jusqu'à atteindre un pH à 5,6
-On l'a coulé dans 5 boites de pétries stériles.
-On a répété ce processus pour un pH à 4 et à 3
-Après gélification de nos milieux, on a tamponné à partir d'une boite de pétrie issue de la séance 7 qui selon nous est la plus exploitable:
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-12/e2304f3f-8c85-455e-976b-40a5ea039231.JPG)
-On les a incubé à 30°C pendant 24h
**Séance 9: 26/11/2025**
**Objectif de la séance: Répétition de nos expériences**
**Observation de nos boites de pétries:**
pH 5,6:
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-12/44a18ee5-0d2d-4109-89f0-6037ce0f1bc0.JPG)
pH 4:
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-12/927b7553-40c7-4acd-a384-99ae4a68515c.JPG)
pH 3:
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-12/50c759f5-f15a-44ad-9028-19bdbe157f94.JPG)
On observe que sur nos milieux acidifiés à pH 5,6 il y a des bactéries qui s'y sont développées tandis que sur nos milieux à pH 4 et 3, il n'y a aucune bactérie visible
**Séance 10: 27/11/2025**
**Objectif de la séance: Répétition de nos expériences**
**Observation de nos boites de pétries:**
pH 5,6:
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-12/img-9275.jpg)
pH 4:
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-12/7f028789-6d96-41c3-92d0-6383f15ad571.JPG)
pH 3:
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-12/50c759f5-f15a-44ad-9028-19bdbe157f94.JPG)
On observe que sur nos milieux acidifiés à pH 4 il y a de petites colonies individuelles de bactéries qui s'y sont développées tandis que sur nos milieux à pH 3, il y a toujours aucune bactérie visible.
**Séance 11: 28/11/2025**
**Objectif de la séance: Répétition de nos expériences**
**Observation de nos boites de pétries:**
pH 5,6:
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-12/img-9272.jpg)
pH 4:
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-12/11ecc8a9-e6c4-42fc-b2f3-3e7a0c0bac8b.JPG)
pH 3:
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-12/img-9269.jpg)
On observe que sur nos milieux acidifiés à pH 4, les petites colonies individuelles de bactéries observés à la séance 10 ont augmenté de volume(on va alors chercher à mesurer l'évolution de la surface de ces colonies durant ces 3 jours) tandis que sur nos milieux à pH 3, il y a toujours aucune bactérie visible.
**Liste de matériel:**
-Iode, fuschine, éthanol et cristal violet
**Ce qu'on a fait:**
-Coloration de GRAM
**Observation:**
Bactéries issues d'une milieu à pH 5,6:
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-12/7672afe7-e817-47e7-9ea2-19b3abb4acd5.JPG)
Bactéries issues d'une milieu à pH 4:
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-12/98e6ca87-96f5-4820-b055-5357a5c4a569.JPG)
**Séance 12: 05/12/2025**
**Objectif de la séance: Analyse des résultats**
On a utilisé Mesurim2 pour mesurer la surface de nos colonies de bactéries et utilisé R pour tracer quelque graphe. Nous pensons plutôt à utiliser Python.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2025-12/0d4fadcd-b114-41de-892a-c96445bc7ef6.JPG)
**Rapport de TP:**
LU3SV564 06/12/2025
L’effet de l’acidité des pluies sur les bactéries du sol
de Emma HUSSON, Thomas HUTAN, Melody SCHMITT et Clara XIANG
INTRODUCTION
En écologie urbaine, la ville est considérée comme un véritable écosystème où les interactions entre les êtres vivants et leur environnement sont profondément influencées par les activités anthropiques.
Nous nous sommes intéressés au sol urbain qui correspond à la fine couche superficielle de la croûte terrestre issue de l’altération de la roche-mère et de l’accumulation de matière organique \[1\]. Le sol abrite une grande diversité d’organismes ; la macrofaune (lombrics, myriapodes…) de taille supérieure à 2 mm, la mésofaune (acariens, collemboles…) de taille intermédiaire et la microfaune (nématodes, champignons, bactéries…) de taille inférieure à 0,2 mm. Ils participent à la dynamique du sol et sont responsables de la décomposition et minéralisation de la matière organique ou encore de la bioturbation améliorant l’aération, la porosité et l’infiltration de l’eau. D’après la FAO (Food and Agriculture Organization), un gramme de sol peut contenir jusqu’à 10⁹ cellules bactériennes, appartenant à plusieurs milliers d’espèces différentes \[2\].
Or, depuis la révolution industrielle, l'eau de pluie en milieu urbain présente une légère acidité ce qui pourrait avoir une influence sur la microfaune du sol.
En effet, en conditions naturelles, l'eau présente un pH d'environ 5,6. Or, en ville, celui-ci peut diminuer en raison de la présence de polluants atmosphériques tels que les oxydes de soufre (SO₂) et d'azote (NOₓ), principalement issus de la combustion de carburants fossiles, qui réagissent dans l’atmosphère avec l’eau ou l’oxygène pour former des acides sulfurique (H₂SO₄) et nitrique (HNO₃) \[3\].
Ainsi, en Europe et particulièrement en France, au moins 20% des espèces végétales et animales ont disparu dans les lacs touchés par des dépôts acides \[5\]. De nombreuses politiques et lois ont alors été mises en place afin de réduire significativement les émissions de SO₂ de 84% et de NOₓ de 53% au sein de l’UE entre 2005 et 2023. Cela a entraîné une amélioration générale de la qualité des précipitations \[6\]. Cependant, en région parisienne, les concentrations en oxydes d’azote demeurent élevées dans les zones à fort trafic. En effet, la qualité de l’air varie selon les zones : elle est généralement meilleure dans les espaces verts, tandis qu’elle se dégrade à proximité des grands axes routiers et des zones industrielles. Cette hétérogénéité accentue localement l’acidité des précipitations affectant les écosystèmes urbains \[7\].
C’est pourquoi notre étude porte sur l’acidité des pluies et sur son impact sur la microfaune du sol. Comment le pH des pluies urbaines influence-t-il la diversité, l’aspect et la croissance des bactéries du sol?
Pour y répondre, dans un premier temps, nous avons prélevé des échantillons de sol urbain dans le but d’y retrouver la microfaune typique des sols. Ensuite, par simulation de pluies acides par baisse de pH, nous avons étudié l’impact de ces eaux acides sur notre microfaune selon la croissance des bactéries, la diversité et l’aspect de nos colonies.
Notre hypothèse est que la diminution du pH des pluies entraîne une réduction de la diversité bactérienne, voire une sélection de certaines bactéries et ralentit la croissance des colonies dans les sols urbains de Paris ; certaines espèces étant plus sensibles à l’acidité que d’autres.
En effet, des études métagénomiques et d’analyses 16S réalisées sur des sols urbains montrent une dominance des phyla Proteobacteria, Actinobacteria, Acidobacteria, Firmicutes et Bacteroidetes \[8\]. D’après nos prédictions expérimentales, sur nos milieux LB contrôle (pH à 5,6), nous prévoyons donc d’observer principalement les genres typiques des sols urbains : Bacillus (colonies sèches et opaques) \[9\], Pseudomonas (colonies lisses et pigmentées) \[10\], Streptomyces (colonies poudreuses et filamenteuses) \[11\], Micrococcus (petites colonies jaunes) \[12\] et, plus rarement, des Enterobacter en cas de contamination organique. Lorsque le pH sera abaissé à 4,0, nous prévoyons une diminution de la diversité et du nombre de colonies. Les bactéries sporulantes comme Bacillus et les cocci résistants tels que Micrococcus devraient subsister \[13\], tandis que Pseudomonas et Streptomyces présenteraient des croissances ralenties. Enfin, à forte acidification (pH 3,0), seules quelques colonies de Bacillus devraient être observées, la majorité des autres genres étant incapables de se développer dans ces conditions extrêmes \[14\].
I- Matériels et méthodes
1. Réalisation de la gamme de dilutions et sélection de la dilution optimale
Le but ici est de choisir le facteur de dilution optimal en diluant progressivement l’échantillon du sol jusqu’à obtenir des colonies bactériennes suffisamment isolées sur boîte de Petri pour être observées et comptées.
\- Échantillon du sol - Eau physiologique
\- Balance de précision - Micropipette
\- 5 tubes Falcon de 50 mL - 25 boîtes de Petri
1- Prélever du sol dans 3 différentes zones du site de Jussieu et mélanger
2- Transférer 1g de l’échantillon du sol dans un tube Falcon contenant 10 mL d’eau physiologique
3- Transférer 200 µL de la solution dans un tube Falcon contenant 25, 50, 75 ou 100 mL d’eau physiologique correspondant aux différents facteurs de dilution
4- Vortexer chaque dilution pour homogénéiser
5- Etaler 100 µL de chaque dilution sur 5 boîtes de Pétri contenant le milieu LB (25 boîtes en tout)
6- Incuber 24 à 48h dans une étuve à 30°C
7- Observer et choisir le facteur de dilution présentant des colonies isolées et observables
A l'issue de cette expérience, nous avons choisi la dilution correspondant au tube contenant 50 mL d’eau physiologique, soit un facteur de dilution de 250.
2. Mise en culture des bactéries sur milieux LB acidifiés (préparation et ensemencement)
Le but est d’étudier l'influence du pH sur la diversité, l’aspect et la croissance des bactéries du sol.
\- Agar-agar - Gants et lunette de protection
\- LB - pH-mètre
\- Eau distillée - 15 boîtes de Petri
\- Acide chlorhydrique - Tampon réplicateur pour boîte de Petri
1- Préparer le milieu LB en mélangeant 15g d’Agar-Agar et 20g de LB pour 1L d’eau distillée puis le chauffer
2- Acidifier le milieu LB avec de l’HCl jusqu’à atteindre des valeurs de pH de 5,6 ; 4 et 3 mesurées à l’aide d’un pH-mètre
3- Couler 20 mL du milieu LB acidifié à un pH donné dans 5 boîtes de Petri
4- Laisser refroidir
5- Préparer la dilution à un facteur 250 (cf. sous-partie 1)
6- Tamponner la meilleure dilution sur nos 15 boîtes de Petri acidifiées
7- Incuber les boîtes de Petri dans une étuve à 30°C
3. Suivi expérimental et caractérisation des colonies bactériennes
Le but est de suivre et quantifier la croissance des différents types de colonies bactériennes dans le temps et d’identifier les différents genres présents selon le pH.
\- Logiciel Mesurim 2
\- Coloration de Gram (violet de gentiane, lugol et safranine)
\- Microscope optique
\- Loupe binoculaire
1- Observer la croissance et l’analyser à l’aide du logiciel Mesurim 2 (mesure de surfaces)
2- Observer à la loupe binoculaire la morphologie des colonies
3- Observer au microscope la coloration de Gram
II- Résultats
1. Influence du pH sur l’abondance relative et la richesse des différents genres de bactéries
Tableau 1 : Hypothèse des genres de bactéries selon l’aspect des colonies à l’observation
Sources: \[9\], \[10\], \[11\], \[12\]
**
** Figure 4 : Graphique de l’abondance relative des différents genres de bactéries selon le pH après 3 jours d’incubation sur boîtes de Petri
|
| Boîtes de Petri à pH 5,6 (témoin)
| Boîtes de Petri à pH 4
| Boîtes de Petri à pH 3
|
| Genres et abondance relative des bactéries observées
| 34,31 ± 2,21 % Streptomyces
5,41 ± 0,24 % Bacillus
0,062 ± 0,005 % Micrococcus
14,31 ± 0,40 % Pseudomonas
| 4,92 ± 1,13 % Pseudomonas
5,36 ± 1,01 % Bacillus
| aucun genre observé
|
| Richesse
| 4
| 2
| 0
|
Amaryne Rousseau **amaryne.rousseau@etu.sorbonne-universite.fr**
- Djamelle Cissé **djamelle.cisse@etu.sorbonne-universite.fr**
- Amina Cissé **amina.cisse@etu.sorbonne-universite.fr**
L’imidaclopride, autorisé depuis 1991 et connu sous le nom commerciale de « Gaucho », et l’un des premiers insecticide de la famille des néonicotinoïdes.
L’imidaclopride, de par sa spécificité envers les insectes, a un mode d’activité bien différent de celui des insecticides classiques. En effet, il se fixe sur le récepteur nicotinique et stoppe l’influx nerveux, il a donc un effet sur les nerfs et les muscles des insectes. Son impact négatif sur la santé des insectes est donc relativement bien connu.
En France, l’introduction massive des néonicotinoïdes dans les années 90 à mené à leur interdiction d’usage en 2018 grâce à la Loi sur le fondement de la biodiversité, de la nature et des paysages.(1)
Cependant, une loi adoptée le 8 juillet 2025 par l’Assemblée nationale, prévoit d'autoriser à nouveau l’usage encadré d’un néonicotinoïde : l’acétamipride. Il s’agit de la Loi Duplomb, une loi qui, selon les chercheurs, est considérée comme une aberration scientifique. Du temps où il était autorisé, l’imidaclopride faisait partie des insecticides grandement retrouvés dans les réseaux d’eaux urbaines. Son impact sur la flore aquatique étant peu connu, et la réintroduction des néonicotinoïdes étant probable d’avoir lieu au vu du contexte politique, nous trouvons plus que nécessaire de s’intéresser et de nous questionner à ce sujet.
C’est pourquoi à travers cette étude, nous tenterons de déterminer si l'imidaclopride pourrait impacter d’une manière quelconque la flore aquatique.
Nous baserons notre étude sur un modèle algal : la diatomée. Ces microalgues unicellulaires appartenant au groupe des Bacillariophyta sont ubiquitaires dans les milieux aquatiques, aussi bien dulçaquicoles que marins, et sont connues pour leur sensibilité aux variations physico-chimiques de l’eau. En raison de cette sensibilité, elles sont considérées comme d’excellentes bioindicatrices de la qualité des écosystèmes aquatiques.
En effet, une étude de Pérès et al. (1995) (2) a évalué les effets toxiques des métaux lourds ( mercure et cadmium) sur les communautés de diatomées périphytiques. Les résultats de cette étude ont montré que ces organismes réagissent rapidement aux contaminants.
Par ailleurs, une autre étude effectuée par Bertrand et al. (2003) (3) a mis en évidence une forte plasticité morphologique en réponse à des perturbations hydrodynamiques anthropiques, confirmant qu'elles constituent de très bons indicateurs de la qualité écologique des milieux aquatiques. Afin de répondre à notre problématique, nous avons mis en place une expérimentation sur des prélèvements d’eau stagnante réalisés au Jardin de l’école botanique du Jardin des Plantes de Paris.
L’objectif étant d’évaluer l’effet de cet insecticide néonicotinoïde sur la prolifération des diatomées. Pour étudier la réponse de ces microorganismes à l’imidaclopride, nous avons réparti nos échantillons initiaux en plusieurs sous-échantillons afin d’obtenir plusieurs réplicats pour chaque condition expérimentale. Nous avons ainsi établi quatre conditions distinctes : un témoin sans imidaclopride et trois traitements contenant respectivement une faible, une moyenne et une forte concentration d’insecticide. Les suspensions de diatomées ont ensuite été placées pendant deux semaines dans des conditions de culture les plus favorables (lumière et oxygénation suffisantes) afin de permettre leur développement optimal. À l’issue de cette période, le nombre de diatomées présentes dans chaque suspension sera quantifié à l’aide de cellules de comptage afin d’évaluer si la présence d’imidaclopride entraîne ou non une diminution significative de la prolifération des individus par rapport à la condition témoin.
Nous posons alors les hypothèses suivantes :
\- H0 : la présence d’imidaclopride n’a pas d'impact négatif sur la prolifération des diatomées; aucune différence significative du nombre de diatomées n’est observée entre les échantillons traités et le témoin.
-H1 : la présence d’imidaclopride a un impact négatif sur la prolifération des diatomées et cet effet est dose dépendant ; on observe une diminution significative du nombre de diatomées dans les échantillons exposés à l’imidaclopride, proportionnelle à la concentration de l’insecticide.
I/- Matériel et méthodes
Comme indiqué ultérieurement , les diatomées représentent le matériel biologique utilisé dans le cadre de notre expérimentation.
Pour évaluer l’impact de l’imidaclopride sur la flore aquatique, nous avons donc prélevé des diatomées dans les mares du Jardin des Plantes. À défaut de filet à plancton, nous avons utilisé des filtres à café.
Après avoir récolté une quantité suffisante de diatomées pour considérer notre échantillon comme exploitable pour l’étude, nous les avons placées dans des conditions favorables à leur développement, soit, une température de 24 °C et une exposition lumineuse à hauteur de 8h par jour, assurée par des lampes LED.
L’échantillon a été maintenu dans ces conditions pendant deux semaines, le temps de permettre la croissance stable de la population avant l’ajout des solutions d’imidaclopride et la mise en place de la suite des expériences.
Une fois l'imidaclopride reçu, nous avons préparé une solution mère d’imidaclopride à partir de 10E-1 g de poudre d’imidaclopride dissous dans 1L d’eau distillée, afin d’obtenir une concentration finale Cm= 0,1 g·L⁻¹.
En parallèle, nous avons estimé la concentration initiale en diatomées présente dans nos échantillons à T=0 . Pour cela,nous avons prélevé une microgoutte dans la suspension mère et l’avons observée pour obtenir une approximation de la densité de diatomée présentes initialement . Nous avons considéré cette goutte comme représentative de l’ensemble des réplicats, puisque celles-ci provenaient d’un même prélèvement préalablement homogénéisé.
L'idéal aurait été de procéder à un comptage initial (t0) pour chaque réplicat respectifs, afin d’obtenir des résultats plus rigoureux. Mais par manque de temps nous avons dû procéder à un comptage unique qui a servi de référence pour toutes les conditions expérimentales.
Pour procéder au comptage, nous nous sommes munies d’hématimètres de type Malassez. Il s'agit d'une lame de verre sur laquelle un quadrillage de 100 rectangles (10x10) contenant eux-mêmes 20 petits carrés, a été gravé. La cellule de Malassez est utilisé pour estimer le nombre de cellules présentent dans un échantillon, en ne comptant qu’une partie des 100 rectangles, et en appliquant la formule mathématique suivante (Figure 1):
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/image.jpeg)
Figure 1 - Formule mathématique d’estimation d’un nombre de cellules par unité de volume sur cellule de Malassez (4)
Ainsi, nous avons dénombré un total 4 diatomées par µL de solution mère.
NB: les diatomées, bien que unicellulaire, sont des organismes de grande taille, certains spécimens peuvent mesurer jusqu’à 500µm. Nous avons ainsi remarqué que certaines diatomées dépassaient du périmètre de comptage (Fig 1.2).C’est pourquoi, il aurait été plus judicieux d’utiliser des cellules de comptage de type Nageotte, comportant des unités de comptage avec un périmètres plus élevé. Faute de moyens, nous n’avons pas pu nous en procurer, c’est pourquoi nous avons procédé au comptage sur des cellules de Malassez.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/3Fjimage.jpeg)
Fig 2 - Observation de la solution mère au microscope photonique
Une fois le comptage dans l’échantillon initial terminé et la densité de diatomées déterminée, l’eau contenant ces dernières a été répartie dans 20 microtubes Eppendorf de 2 mL, correspondant à cinq réplicats pour chacune des quatre conditions expérimentales :
1. Contrôle (sans imidaclopride) (C1,C2,C3,C4,C5)
2. Faible concentration (10⁻⁴ g·L⁻¹) (F1,F2,F3,F4,F5)
3. Moyenne concentration (10⁻³ g·L⁻¹) (M1,M2,M3,M4,M5)
4. Grande concentration (10⁻² g·L⁻¹) (G1,G2,G3,G4,G5)
Les concentrations étant trop faibles pour être obtenues directement à partir de la solution mère, des dilutions successives ont été réalisées :
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/4TNimage.jpeg)
Figure 3 - schéma représentant le protocole des dilutions successives effectuées
- 100 µL de la solution mère ont été dilués dans 900 µL de suspension de diatomées pour obtenir la solution “forte”(10⁻² g·L⁻¹).
- 100 µL de cette solution ont ensuite été prélevés et dilués à nouveau dans 900 µL de diatomées pour obtenir la solution “moyenne” (10⁻³ g·L⁻¹).
- Enfin, une nouvelle dilution identique a permis d’obtenir la solution “faible” (10⁻⁴ g·L⁻¹).
- La condition contrôle ne contient que la suspension de diatomées sans ajout d’imidaclopride.
Les microtubes ont ensuite été replacés dans leurs conditions optimales de croissance (température ambiante et exposition à la lumière en journée) pendant six jours, avant d’effectuer le comptage final.
À l’issue de ces six jours, nous réalisons le dénombrement final correspondant au temps T = 1. Après un vortexage préalable, nous prélevons 10 µL de la solution d’un réplica, que nous déposons sur une cellule de Malassez. Nous comptons alors le nombre de diatomées par rectangle, en sélectionnant aléatoirement 10 rectangles parmi les 100 que comporte la lame. La densité finale en diatomées est ensuite calculée à l’aide de la formule mathématique présentée en Fig. 1.1, appliquée séparément à chaque réplica.
Exemple d’application de la formule (réplica F1) :
N= (15)/(10\*(10\*10^-3))=150 Diatomées/mL
Avec : n = 15; a= 10 et v= 10\*10^-3 mL
NB : La solution mère ayant déjà été diluée, les réplicats n’ont pas été dilués pour le comptage. Ainsi, le facteur de dilution, bien que présent dans la formule générale, n’intervient pas ici dans l’application numérique.
Les valeurs obtenues pour chaque réplica sont rassemblées sous forme d’un tableau fourni en annexe (Fig. 3).
NB: Afin de limiter les biais expérimentaux, l’ensemble du comptage a été réalisé en aveugle : la personne chargée du dénombrement ne connaissait jamais la condition correspondant à l’échantillon analysé.
II /-Résultats
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/M60image.jpeg)
Figure 4 – Boîte à moustache représentant la densité de diatomées (Cellule/mL) à Tfinal (=T1) en fonction des concentrations croissantes en toxine (imidaclopride) Nul,Faible,Moyenne et Forte.
Les astérisques indiquent les niveaux de significativité et les barres d’erreur indiquent l’écart-type.
Les différences significatives entre les groupes ont été évaluées à l’aide d’un modèle de régression de Poisson.
Le modèle est significatif (χ²(3) = 4119.8, p < 0.001), indiquant que la concentration croissante en imidaclopride influence négativement la prolifération des diatomées.
Par rapport au contrôle, la densité moyenne est divisée par environ 3, 6 et 10 pour les concentrations faibles, moyenne et forte respectivement.
III/- Discussion
Nos résultats montrent une tendance claire et significative: plus la concentration en imidaclopride augmente, plus le nombre de diatomées diminue.
Cette tendance dose-dépendante suggère donc que l’imidaclopride a un effet inhibiteur sur la prolifération des diatomées.
Cependant, les limites de notre dispositif expérimental nous invite tout de même à nuancer cette conclusion.
En effet, plusieurs aspects de ce dispositif ont pu influencer nos résultats.
Tout d’abord, contrairement à des travaux comme ceux de Pérès et al. (1995) qui suivent la prolifération d’espèces de diatomées préalablement identifiées, notre étude quantifie l’abondance des diatomées sans faire de distinction taxonomique. Sachant qu’il existe environ 20 000 espèces de diatomées différentes et que chaque espèce dispose de besoins spécifiques se développer, la non-identification de nos diatomées constitue une limite non-négligeable. Certaines espèces peuvent être tolérantes voir même favorisées, pendant que d’autres se montreraient sensibles à l’imidaclopride. Il nous est donc impossible de savoir si toutes les espèces présentes dans nos échantillons ont proliféré de la même façon.
Une deuxième limite importante est la simplification des conditions expérimentales. Nos diatomées ont été cultivées dans un milieu très différent de leur environnement naturel. Les potentielles intéractions écologiques de types symbiotiques n’ont donc pas pu être simulées.
Enfin, il faut prendre en compte les biais d'échantillonnage mais aussi de comptage. Nous avons prélevé nos diatomées sans matériel spécialisé, à l’aide de filtres à café. En effet, l’utilisation d’un filet à plancton nous aurait permis de nous affranchir de la présence d’espèces indésirables, potentiellement consommatrices de diatomées, contenues dans nos réplicas (Fig.4).
De plus, les cellules de comptage de type Malassez que nous avons utilisées n’étaient pas les plus adaptées dans notre cas, comme énoncé précédemment, des cellules de types nageottes nous auraient permis de procéder à un dénombrement plus précis . Ces facteurs externes ne nous permettent donc pas d’établir avec certitude un lien de causalité direct entre l’imidaclopride en lui- même et la prolifération des diatomées.
Par ailleurs, ces biais d'échantillonnage sont en accord avec la littérature. En effet,
une étude menée par Tânia et al. (5) sur plusieurs communautés naturelles de diatomées (article Testing the response of benthic diatom assemblages…) où l’impact de différents contaminants a été testé met en évidence une réduction de la croissance des diatomées, mais avec une sensibilité très variable selon les espèces pour plusieurs composés chimiques, dont l’imidaclopride. Ces résultats suggèrent que la réponse des diatomées à l’imidaclopride dépend fortement de la composition spécifique de la communauté et de la sensibilité propre à chaque taxon.
IV/Conclusion:
Pour conclure, notre étude nous a permis de voir que l’imidaclopride impactait négativement les populations de diatomées dans nos conditions expérimentales. Mais l’ensemble de nos données ne nous permettent pas de conclure sur un impact négatif de l’insecticide en milieu naturel sur l'ensemble des espèces de diatomées, et ne nous ne pouvons donc pas conclure sur l’impact de l’imidaclopride sur l'ensemble de la flore aquatique.
Bibliographie
1. Brossel, V. (2025, mai 21). Chronologie de l’arrivée des néonicotinoïdes et des actions de l’UNAF en France. UNAF. [https://www.unaf-apiculture.info/chronologie-de-l-arrivee-des-neonicotinoides-et-des-actions-de-l-unaf-en-france/](https://www.unaf-apiculture.info/chronologie-de-l-arrivee-des-neonicotinoides-et-des-actions-de-l-unaf-en-france/)
2. Pérès, F et al. “EFFETS DES MÉTAUX LOURDS (Cd, Hg) SUR LES COMMUNAUTÉS DE DIATOMÉES PÉRIPHYTIQUES DÉVELOPPÉES SUR SUBSTRATS ARTIFICIELS EN MICROCOSMES Effects of Heavy Metals (Cd, Hg) on Periphytic Diatom Communities Using Artificial Substrates in Microcosms. ” Vie et milieu (1980) (1995): 219–230 [https://hal.sorbonne-universite.fr/hal-03052005v1/file/VOLUME\_1995\_45\_fasc3-4\_06\_p219-230.pdf](https://hal.sorbonne-universite.fr/hal-03052005v1/file/VOLUME_1995_45_fasc3-4_06_p219-230.pdf)
3. Bertrand, Céline et al. “Une Nouvelle Approche de La Biodiversité : Plasticité Morphologique Chez Une Diatomée d’eau Douce.” Comptes rendus. Biologies 326.1 (2003): 107–120. Web.[https://hal.sorbonne-universite.fr/hal-03052005v1/document](https://hal.sorbonne-universite.fr/hal-03052005v1/document)
4. [https://pedagogie.ac-montpellier.fr/sites/default/files/ressources/01\_cellule\_de\_malassez.pdf](https://pedagogie.ac-montpellier.fr/sites/default/files/ressources/01_cellule_de_malassez.pdf)
5. Julie Neury-Ormanni. Impact de la saisonnalité et d’une contamination pesticide environnementale sur des relations biotiques entre la micro-méiofaune et les microalgues d’un biofilm d’eau douce. Ecotoxicologie. Université de Bordeaux, 2019. Français. NNT : 2019BORD0343. tel-03091966
ANNEXE :
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/5lBimage.jpeg)
(Ci-dessus) Figure 4- Observation au microscope photonique (x100) d’un micro organisme marin non identifié, probablement consommateur de diatomées par phagocytose
(Ci-dessous) Figure 3 - Tableau des données expérimentales relatives au comptage des réplicas à T=0 et Tfinal
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/wNKimage.png)
Script R utilisé pour le traitement et l’analyse de nos données :
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/qnCimage.jpeg)
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/tqEimage.jpeg)
# UE UM5MN037 Désodorisation de l'huile extraite du marc de café
Ce projet est réalisé dans le cadre d'un coworking avec la start-up **Marco.** .
**Porteurs du projet: ABDULWAHAB Fatimat et JACQUELIN Hadrien**
**Code UE: UM5MN037**
##### Chaque année, plus de 400 000 tonnes de marc de café sont gaspillées alors qu’elles contiennent pourtant de nombreuses molécules précieuses.
##### C'est pourquoi **Marco.** a choisi de valoriser cette ressource : plutôt que de la laisser finir à la poubelle, ils lui offrent une seconde vie en créant des ingrédients naturels, efficaces et locaux, parfaitement intégrables dans les formulations cosmétiques.
##### Notre mission:
##### L'un des ingrédients essentiel est *OILCO.* , il s'agit de l'huile extraite du marc de café. L'objectif de notre projet est de **désodoriser** cette huile qui possède une forte odeur de café afin de faciliter son incorporation dans les produits cosmétiques.
# MU5BEB41 : Environnement et eco-innovation végétales (EPET)
# New Page
# Trouver un amendement capable de limiter la biodisponibilité en métaux lourds via la modification du pH du sol.
**Participants** :
- Florian Sarter **florian.sarter@etu.sorbonne-universite.fr**
- Lou-Ann Biancotto **lou-ann.biancotto@etu.sorbonne-universite.fr**
Travail en collaboration avec l'entreprise Cueillette Urbaine. Directeur opérationnel : Julien GIRADON
### **1. Introduction : **
##### **Problématique de l'entreprise ***:*
Des analyses réalisées sur des tomates issues de l'un des potagers montrent une contamination des fruits au Cd et au Pb. La source de pollution = le sol rapporté.
##### **Méthode pour répondre à la problématique :**
**Phytotechnologie = La ****biostabilisation ** **(économique, facile, rapide)** . Utilisation d'amendement pour modifier la
biodisponibilité des métaux lourds. Mécanismes de précipitation, d'adsorption et d'immobilisation des polluants.
##### **Problématique scientifique :**
Quels amendements diminuent la biodisponibilité du Cd et du Pb sans pénaliser le rendement dans une culture de persil plat, en conditions contrôlées de serre ?
##### **Objectifs :**
- Valider les amendements
- Évaluer les modifications du pH par les amendements
- Évaluer la biostabilisation des polluants par les amendements
- Évaluer la productivité du persil plat selon les amendements
### **2. Matériels et Méthodes**
##### **Quels polluants ? Cadmium (Cd) et Plomb (Pb)**
Deux métaux lourds, inorganiques, parmi les plus répandus dans les sols (4). Seuil de pollution selon les fonds géochimiques.
- pH acide : forme mobile, soluble, biodisponible.
- pH alcalin : forme particulaire, immobile du sol.
Cd et Pb, parmi les plus néfastes pour la santé humaine.
##### **Quelle espèce ? Le persil plat *Petroselinum crispum var. napolitain***
Plante condimentaire alimentaire.
- Intérêt agricole : 2ème plante la plus cultivée en pot (5 000 ha).
- Intérêt scientifique : Cycle rapide, Facteur de bioaccumulation présent mais faible, plante excluante des métaux lourds. (1, 2).
##### **Quels amendements ?**
**Compost : **
- Composition : inconnue, riche en matière organique.
- Effets : réduit la compaction du sol, améliore les macronutriments disponibles (4, 5).
**Biochar, marque Terralba :**
- Composition : charbon végétal (31 %) , matière organique (33 %), éléments minéraux (C, N, P, K, Ca, MgO).
- Effets : améliorer la croissance des plantes, les paramètres physico-chimiques (pH) et biologiques du sol (3, 4).
**Chaux Vive compacté, marque Star Jardin :**
- Composition : oxyde de calcium (CaO), Oxyde de magnésium (MgO).
- Effets : la chaux libère des ions calcium, stabilise la structure des sols, augmente la disponibilité des ions potassium et magnésium. Souvent utilisé pour conditionner les sols à pH acide (effet alcalinisant) (6).
##### **1. Mise en culture du persil**
**A) Préparation du substrat : ** 28 octobre 2025
Tamisage de la terre de l'entreprise avec un tamis à 6,3 mm. Ensuite répartition de la terre selon les conditions : Témoin, Compost, Biochar et Chaux.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/repartition-terre.png)
Afin d'homogénéiser les substrats des quatre conditions, nous ajoutons de l'eau distillée dans les bacs afin d'obtenir une capacité de champs à 100%, pendant 48h00.
**B) Mise en culture du persil : du 28 au 31 octobre 2025**
Nous avons reçu le 28 octobre 2025, 31 persils cultivés en serre hydroponique, à ce moment là, ils étaient âgés de 4 mois et 15 jours (135jours). Nous les plaçons dans un bac afin d'effectuer une période d'acclimatation, vers un substrat solide (terre), pendant 48h00.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/livraison-plante.jpg)[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/adaptation.jpg)
Le 30 octobre nous avons transplanté les persils, en coupant au préalable les racines à 10 cm, pour éviter le compactage des racines, puisque les pots ont une hauteur de 13 cm. La mise en pot s'effectue en mettant 1 plante de persil par pot.
Le plan de culture :
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/b6Oimage.png)
Le dispositif d'éclairage : avec un éclairage de 10 000Lux et un éclairage en continu pendant 12h00 :
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/dispositif-t0.jpg)
L'arrosage s'effectue trois fois par semaine, en remplissant les bacs de récupération d'eau distillée, afin d'effectuer un arrosage "par le bas" et d'éviter toute contamination.
##### **2. Analyse phénotypique**
Nous avons mesuré la taille racinaire, la taille végétative , la m asse fraiche ainsi que l'a spect général des persils puis analyser ses résultats sur Rstudio.
##### **3. Caractérisation du sol**
Pour cela nous avons effectué une mesure d'un paramètre physico-chimique, soit le pH. D'après la bibliographie, il a été recommandé de mesurer la teneur en carbone organique, en azote et en phosphate, qui n'a pas pu être réalisé. Enfin nous avons pu obtenir des résultats d'une analyse bactérienne par coloration de Gram, qui a été effectuée par le personnel du FabLab.
##### **4. Quantification métaux lourds**
Nous avons effectué une quantification totale du Cd et du Pb dans les substrats, dans les périls par ICP-OES via la plateforme chimique de haute résolution ALIPP6 à l'aide de madame Julie NOËL, directrice technique d'ALIPP6 au sein de l'ISTeP UMR7193.
Méthodologie de la préparation de nos échantillons à une ICP-OES :
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/oxoimage.png)
Les résultats obtenus de la quantification des substrats et des périls nous ont permis de calculer le facteur de bioaccumulation, qui correspond à un proxy de la fraction soluble des métaux lourds des sols.
Facteur de bioaccumulation = \[métaux\] plante / \[métaux\] sol
Nous définissons ainsi nos temps de manipulation à :
| T0 : 31 octobre 2025
0 semaine
| T1 : 11 décembre 2025
5 semaines et 6 jours
|
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/t1.JPG)
##### Mesures quantitatives : Tailles et masses
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/taille-veg.jpeg)[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/taille-racine.jpeg)[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/masse.jpeg)
Aucune différence significative entre les temps ou les conditions testées parmi les trois mesures.
Contamination biologique détectée dès le 12 nov. 2025 :
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/plante-contaminee-oidium.jpg)[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/plante-contaminee-puceron.jpg)
##### **3. Caractérisation du sol**
##### Mesure paramètres physico-chimiques (pH)
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/ph.jpeg)
Augmentation du pH pour les conditions chaux et compost à T0. Homogénéisation du pH à T1 pour nos quatre conditions.
##### Analyse bactérienne : Coloration de Gram
On obtient une coloration violette, on est en présence de bactéries gram+. L'Observation au microscope à photon révèle des bactéries en forme de batônnets, il s'agit de bactéries Bacillus, famille des *Bacillaceae* .
##### **4. Quantification métaux lourds**
##### Terre (fraction totale)
**CD :**
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/cd-sol.jpeg)
- Concentration totale du sol similaire à celle du témoin.
- Chaux T0 : Inférieure à celle du témoin.
**Pb :**
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/pb-sol.jpeg)
- Biochar : données aberrantes. Ils sont exclus pour ces résultats.
- Augmentation entre T0 et T1.
- Concentration totale du sol similaire à celle du témoin, légèrement supérieure pour la chaux.
##### Persils entiers (partie aérienne et racinaire)
**CD :**
**[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/cd-plantes.jpeg)**
- Biochar et Chaux : concentration totale dans le persil Inférieure à celle du témoin.
- Compost : supérieur à celle du témoin.
**Pb : **
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/pb-plantes.jpeg)
- Biochar et Compost : concentration totale dans le persil supérieur à celle du témoin.
- Chaux : inférieure à celle du témoin.
##### Facteur de bioaccumulation
**CD :**
**[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/fba-cd.png)**
- Biochar : facteur de bioaccumulation similaire à celui du témoin. (-5,05 %)
- Compost : supérieur à celui du témoin. (+49,59 %)
- Chaux : inférieur à celui témoin. (- 29,70 %)
**Pb :**
**[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/fba-pb.png)**
- Compost : supérieur à celui du témoin. (+ 64,40 %)
- Chaux : inférieur à celui du témoin. (-37,37 %)
### **4. Discussion **
##### **2. Analyse phénotypique**
On constate aucun effet significatif des amendements sur la taille des parties aériennes, la taille racinaire, la masse de la biomasse. Donc aucun impact négatif observé sur la croissance, quel que soit l'amendement. Mais aspect général flétrie.
**Hypothèse :** Un stress biotique, causé par une maladie cryptogamique et une infestation de pucerons, a probablement impacté la croissance des plantes. Cela a pu masquer les effets positifs potentiels des amendements.
##### **3. Caractérisation du sol**
##### Mesure paramètres physico-chimiques (pH)
Les différences observées sont en concordance avec les effets des amendements. (Chaux : effet alcalinisant).
##### Analyse bactérienne : Coloration de Gram
Observation de Bacillus (famille des Bacillaceae).
- Peu informatif sur la santé du sol.
- Espèce ubiquitaire et n'est pas considérée comme un bioindicateur.
À l'inverse, une analyse de l'abondance et de la diversité bactérienne aurait été plus informative pour évaluer la qualité biologique du sol. Enfin pour la qualité générale du sol, les mesures effectuées ne sont pas suffisantes pour conclure sur la qualité globale du sol.
##### **4. Quantification métaux lourds**
On observe une augmentation de la concentration du Cd et surtout du Pb dans le sol entre T0 et T1. Ceci peut être expliqué par le type d'arrosage qui a été utilisé lors de nos manipulations.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/eM2image.png)
Concernant les résultats de la quantification du persil et du facteur de bioaccumulation on observe une augmentation ou diminution de la concentration du Cd et du Pb. Ceci peut être expliqué par l'effet de l'amendement, s'il biostabilisant des métaux lourds ou non.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/EHDimage.png)
### **Conclusion :**
Parmi les trois amendements étudiés, la chaux se démarque nettement comme la solution la plus efficace pour réduire la biodisponibilité des métaux dans le sol, sans effet négatif sur la croissance des plantes. C’est également dans ces conditions que le pH augmente, favorisant la formation de métaux complexés et/ou de précipités, ce qui diminue la présence d’ions métalliques libres. Le compost, lui, favorise l’absorption des métaux par les plantes, mais montre une efficacité limitée en matière d’immobilisation. Quant au biochar, son effet reste assez neutre, avec peu d’impact observé sur la biodisponibilité, et les données manquantes concernant la quantification du plomb dans le sol ne permettent pas de conclure efficacement sur son effet. En somme, pour limiter la toxicité métallique en sol, la chaux reste le meilleur choix.
#### **Bibliographie : **
1.
Despina-Maria Bordean, Ioan Caba, Tiberiu Iancu. Évaluation des facteurs de transfert et de bioaccumulation des métaux lourds dans différents échantillons de persil. 24e Symposium international sur les problèmes analytiques et environnementaux. Disponible à l'adresse : https://acta.bibl.u-szeged.hu/56285/1/proceedings\_of\_isaep\_2018\_083-086.pdf
2.
Petroselinum crispum (Mill.) Nyman (persil) | SpringerLink. \[en ligne\]. Disponible à l'adresse : [https://link.springer.com/chapter/10.1007/978-3-030-38792-1\_13](https://link.springer.com/chapter/10.1007/978-3-030-38792-1_13)
3 .
BEESLEY, Luke, MORENO-JIMÉNEZ, Eduardo et GOMEZ-EYLES, Jose L. Effets des amendements de biochar et de compost de déchets verts sur la mobilité, la biodisponibilité et la librement des contaminants inorganiques et organiques dans un sol pollué par plusieurs éléments. Pollution de l'environnement (Barking, Essex : 1987). Juin 2010. Vol. 158, n° 6, p. 2282-2287. DOI [ 10.1016/j.envpol.2010.02.](https://doi.org/10.1016/j.envpol.2010.02.003)
4.
ALABOUDI, Khalid A., AHMED, Berhan et BRODIE, Graham. Effet du biochar sur la disponibilité du Pb, du Cd et du Cr et la croissance du maïs dans un sol contaminé artificiellement. Annales des sciences agricoles. 1 juin 2019. Vol. 64, n° 1, p. 95-102. DOI [10.1016/j.aoas.2019.04.002 ](https://doi.org/10.1016/j.aoas.2019.04.002).
5.
KARALIC, Krunoslav, LONCARIS, Zdenko, POPOVIS, Brigita. Effet de transport sur la disponibilité des métaux lourds du sol. Porte de recherche. \[en ligne\]. 6 août 2025. Disponible à l'adresse : [https://www.researchgate.net/publication/288761804\_Liming\_effect\_on\_soil\_heavy\_metals\_availability](https://www.researchgate.net/publication/288761804_Liming_effect_on_soil_heavy_metals_availability)
6.
COMPÉRE, Anaïs et UNIVERSITÉ DE LIÈGE > MASTER INGÉ. CIV. CONSTR., Fin. Amélioration des sols par traitement à la chaux : Lien entre la résistance mécanique et la microstructure. \[en ligne\]. 25 juin 2023..Disponible à l'adresse: [https://matheo.uliege.be/handle/2268.2/17722 ](https://matheo.uliege.be/handle/2268.2/17722) Accepté: 2023-07-12T02:18:46Z
7.
RAMMAL, Jana, DIAB, Walaa, NASSER, Ghassan, ABDEL BAKI, Zaher, EL BADAN, Dalia M., HAIDAR, Chaden et HIJAZI, Akram. Voies de transport et biodisponibilité des métaux lourds présents dans les sols des systèmes agricoles. Journal de chimie organométallique appliquée. 1 juillet 2025. Vol. 5, n° 3, p. 368-391. DOI [10.48309/jaoc.2025.524695.1297 ](https://doi.org/10.48309/jaoc.2025.524695.1297).
#### **Remerciements**
Nous tenons à remercier chaleureusement Monsieur Julien GIRADON, directeur opérationnel, ainsi que l’ensemble de l’équipe de Cueillette Urbaine, Monsieur Arnould SAVOURE, responsable pédagogique, Monsieur Steve HUBERT, responsable de l’espace biologie et chimie ainsi que toute l’équipe du FabLab, Monsieur Emmanuel AUBRY, assistant ingénieur en analyse chimique au METIS UMR 7619, Et enfin, Madame Julie NOËL, directrice technique d’ALIPP6 au sein de l’ISTeP UMR7193.
#### **Annexes : Valeurs brutes Cd**
| Conditions Sol
| Concentration Cd du sol en ppm
|
| Témoin T0
| 0,57
|
| Biochar T0
| 0,56
|
| CompostT0
| 0,52
|
| ChauxT0
| 0,47
|
| TemoinT1
| 0,55
|
| BiocharT1
| 0,5
|
| CompostT1
| 0,63
|
| ChauxT1
| 0,5
|
| Condition Persil
| Concentration Cd dans le persil en ppm
|
| PT0
| 0,01
|
| PTemoinT1
| 0,03
|
| PBiocharT1
| 0,02
|
| PCompostT1
| 0,04
|
| PChauxT1
| 0,02
|
| Condition
| Valeur du FBA Cd
|
| FBA Témoin 0
| 0,0190561381594651
|
| FBA Biochar 0
| 0,0193157558570176
|
| FBA Compost T0
| 0,0206989551968348
|
| FBA Chaux T0
| 0,0228427201721955
|
| FBA Témoin T1
| 0,0457968792075914
|
| FBA Biochar T1
| 0,0434825093497667
|
| FBA Compost T1
| 0,0643900496437817
|
| FBA Chaux T1
| 0,0321888623476727
|
| Conditions Sol
| Concentration Pb du sol en ppm
|
| Témoin T0
| 44,07
|
| Biochar T0
| 80,53
|
| CompostT0
| 45,83
|
| ChauxT0
| 45,24
|
| TemoinT1
| 60,31
|
| BiocharT1
| 41,22
|
| CompostT1
| 58,68
|
| ChauxT1
| 68,42
|
| Condition Persil
| Concentration Pb dans le persil en ppm
|
| PT0
| 0,25
|
| PTemoinT1
| 0,27
|
| PBiocharT1
| 0,35
|
| PCompostT1
| 0,43
|
| PChauxT1
| 0,19
|
| Condition
| Valeur du FBA Pb
|
| FBA Témoin 0
| 0,00563174023070129
|
| Biochar FBA 0
| 0,00308218308630529
|
| Compost FBA T0
| 0,00541608117216504
|
| FBA Chaux T0
| 0,00548706765927347
|
| FBA Témoin T1
| 0,00444913497928869
|
| Biochar FBA T1
| 0,00853908725179171
|
| Compost FBA T1
| 0,00731501775381525
|
| FBA Chaux T1
| 0,00278542870841816
|
| Paramètre
| Valeur
|
| Volume de solution
| 180 mL
|
| Masse de glycine
| 4,5 g (soit 25mg/mL)
|
| Masse de glucose
| 5,4 g (soit 30mg/mL)
|
| Température
| 90 °C
|
| Durée totale
| ≈ 1 h
|
5\. Procédure
① La glycine et le glucose ont été dissous dans 180 mL d’eau sous agitation. Le pH est contrôlé entre 6,5-7,5.
② La solution a ensuite été chauffée à 90 °C sous agitation constante.
③ Des prélèvements d’1 mL ont été réalisés à intervalles t=10min afin de suivre l’évolution spectrale de la solution. (Spectre 260nm-550nm)
④ La réaction a été arrêtée après environ 1 heure, lorsque la solution a atteint la coloration cible.
6\. Observations visuelles
Au cours du chauffage, la solution initialement incolore a progressivement évolué vers une teinte jaune, puis ambrée, indiquant la formation de produits de brunissement.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/img-7871.jpeg)
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/img-7872.jpeg)
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/img-7873.jpeg)
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/img-7874.jpeg)
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/img-7877.jpeg)
7\. Suivi spectrophotométrique
Les spectres UV–Visible ont été enregistrés au cours du temps. Nous avons réalisé deux fois l’expérience.
La première fois on avait fixé la gamme entre 350 nm et 800 nm pour repérer une absorption dans le visible. Pourtant nous avons observé une bande à gauche de spectre autour de 300 nm.
La deuxième fois on avait changé la gamme entre 260 nm et 550 nm selon le spectre obtenu auparavant.
Spectre 1 (350-800nm)
Témoins
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/P5Qimage.png)t=10min (40゜)
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/Clhimage.png)t=20min(90゜)
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/ZxKimage.png)t=30min
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/8M8image.png)t=40min
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/wbzimage.png)t=50min
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/iK6image.png)t=60min
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/oslimage.png)t=70min
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/88simage.png)
Spectre 2 (260-550nm)
t=0 (90゜)
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/Trzimage.png)
t=10min
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/b4pimage.png)
t=20min
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/GbCimage.png)
t=30min
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/yTKimage.png)
t=40min
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/5XLimage.png)
t=50min
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/7g5image.png)
t=60min
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-02/5jKimage.png)
Observation:
Pendant les 20 premières minutes de réaction, une bande d’absorption a commencé à apparaître dans l’UV, autour de 220 nm. Ce pic n’est pas complet dans le spectre et n’est pas impliqué dans la domaine visible.
L’absorbance associée à une bande centrée autour de 290 nm a progressivement augmenté au cours de la réaction à partir de 20 minutes, passant d’environ 0,3 à près de 3,0 en fin d’expérience.
Cette évolution traduit la formation croissante de composés absorbant fortement dans l’UV, caractéristiques des produits intermédiaires et finals de la réaction de Maillard.
8\. Interprétation
L’apparition rapide d’une bande autour de 220 nm correspond à la formation de composés intermédiaires issus des premières étapes de la réaction de Maillard (bases de Schiff, produits d’Amadori et dérivés carbonylés), qui sont incolores mais permettent les transformations suivantes.
L’augmentation progressive de l’absorbance autour de 290 nm traduit la formation de structures conjuguées de plus en plus complexes, menant à des polymères bruns mélanoïdines.
=> Même si ce pic à 290 nm n’est pas exactement dans la domaine visible, du fait que nous avons observé un changement évident de la couleur à partir de 20 minutes, nous avons constaté que ce pic correspondait aux composés de la couleur, qui est le mélanoïdine. (Pour être sûr nous pouvons comparer le produit avec le produit standard de mélanoïdine si possible d’en commander. Normalement il est absorbé au tour de 420nm.)
La corrélation entre l’évolution spectrale et le changement de couleur visuel confirme l’avancement de la réaction et la synthèse de produits de brunissement.
9\. Conclusion
La réaction de Maillard entre la glycine et le glucose à 90 °C conduit, en environ une heure, à la formation de mélanoïdines observables visuellement et mesurables par spectrophotométrie UV–Visible.
L’augmentation de l’absorbance à 220 nm indique la formation de produits intermédiaires et la génération de pigments bruns de haut poids moléculaire.
# Lu3Ci019 : Label Vert
# Groupe 2 : "De la drêche au bioplastique : valorisation d'un coproduit de pomme pour des emballages biosourcés"
#### Informations
| **Prénom et Nom** | **Adresse e-mail** | **Cursus / Institution** |
| Pablo Broustet | | Double Majeure Chimie-Physique, Sorbonne Université |
| Zoe Colardeau | | Sciences de la vie avec une mineure en chimie, Sorbonne Université |
| Marina Druz | | Double Majeure Chimie-Physique, Sorbonne Université |
| Nakya Kechit | | Sciences de la vie avec une mineure en chimie, Sorbonne Université |
**Lu3Ci019 :** Label vert 2 (Année universitaire 2025-2026)
**Date de début :** 31/03/2026
**Date de fin :** 02/05/2026
#### Contexte
Face à la pollution croissante générée par les plastiques pétrosourcés et à la persistance de la vaisselle jetable dans l'environnement, notre projet s'inscrit dans une démarche de surcyclage (upcycling) de coproduits agroalimentaires. Nous utilisons des déchets issus de la distillation de pommes (la drêche) pour les transformer en une solution durable : un matériau biocomposite performant. Cette approche permet de valoriser des déchets organiques tout en proposant une alternative aux plastiques fossiles sans entrer en concurrence avec les cultures alimentaires.
Les étapes de synthèse et le protocole expérimental détaillés ci-dessous ont été élaborés en s'appuyant sur les travaux de recherche menés par Baptiste Lenfant durant sa thèse.
#### Objectifs
L'objectif principal de ce projet est de démontrer la viabilité d'un biocomposite 100 % biosourcé à travers deux approches complémentaires:
- **Volet expérimental :** Synthétiser un bioplastique en utilisant une matrice de κ-Carrageenan et de glucomannane de konjac, renforcée par de la drêche de pomme.
- **Étude de biodégradabilité :** Évaluer et quantifier la cinétique de biodégradation du matériau par un test d'enfouissement en sol.
- **Analyse experte :** Réaliser une interview de Baptiste Lenfant (docteur dont les travaux ont inspiré notre protocole) afin d'approfondir les choix physico-chimiques de la matrice et d'évaluer le potentiel d'industrialisation de ce matériau.
|
| Assiette modelée par B. Lenfant durant sa thèse |
| [**](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2022-05/image-1653061695508.jpeg) | [](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/AFTimage.png) |
#### Matériel
- κ-Carrageenan
- Konjac Glucomannan
- Eau distillée
- Drêche de pomme
- Terreau horticole
- Barreau aimanté (seulement pour l'eau)
- Mortier/pilon
- Colonne de tamis (mailles 125 µm, 250 µm)
- Béchers
- Éprouvette graduée
- Spatules
- Boîtes de Petri
- Bacs en plastique
- Pince
#### Machines utilisées
- Agitateur mécanique à tige (modèle IKA RW 20 DZM)
- Balance de précision
- Plaque chauffante avec sonde de température
- Étuve ventilée
- Agitateur magnétique
#### Synthèse du Biocomposite :
##### Étape 1 : Préparation
Séchage de la drêche de pomme (60°C), broyage et tamisage pour isoler la fraction 125-250 µm.
[ ](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/photo-2026-05-28-22-11-38.jpg)[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/photo-2026-05-28-22-11-40.jpg)
##### Étape 2 : Matrice K6
Dissolution de 0,8 g de kappa-carraghénane et 1,2 g de glucomannane de konjac dans 98 mL d'eau (80°C) sous agitation mécanique intense (1250 rpm) pour éviter les grumeaux.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/photo-2026-05-28-22-12-52.jpg)[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/photo-2026-05-28-22-18-35.jpg)
##### Étape 3 : Moulage
Refroidissement à 40°C, incorporation de la charge (ratio 1:5 polymère/charge) sous agitation mécanique, puis tassement de la pâte obtenue dans des moules.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/photo-2026-05-28-22-15-44.jpg)[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/photo-2026-05-28-22-15-46.jpg)
##### Étape 4 : Séchage
Étuve ventilée à 40°C.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/photo-2026-05-28-22-15-48.jpg)
#### Caractérisation et Application :
*La biodégradabilité sera évaluée par un test d'enfouissement en sol (Soil Burial Test), en mesurant la perte de masse et la fragmentation des échantillons sur 3 semaines (Gastaldi & César, Polymerix 2019).*
##### Étape 1 : Préparation des échantillons
Découpe du film biocomposite sec en 14 morceaux de tailles similaires. Pesée individuelle de chaque échantillon pour obtenir la masse initiale sèche.
##### Étape 2 : Enfouissement
Humidification des échantillons, puis placement de chacun dans un pot percé rempli d'un tiers de terreau. Recouvrement des échantillons avec le reste de terre.
##### Étape 3 : Maintien des conditions
Humidification de la terre par capillarité (par le dessous) via un bac rempli d'eau en contact avec les pots percés.
##### Étape 4 : Suivi de dégradation
Aux jours J+1, J+3, J+7, J+10, J+14, J+21 et J+28, récupération de deux échantillons. Lavage délicat à l'eau distillée, séchage à l'étuve pendant 24 h, puis pesée pour comparer la masse sèche finale à la masse initiale.
#### Journal de bord
##### 31/03/2026
Preparation de la poudre du dreche de pomme.
##### 01/04/2026
Réalisation du film biosourcé en mélangeant les poudres solides selon le protocole. Obtention d'un film (pâte de 85 g) de couleur marron et très humide. Mise à l'étuve pour séchage.
##### 07/04/2026
Récupération du film parfaitement sec. Aspect d'une "chips", très résistant. Découpe en 14 morceaux, pesée et enfouissement dans les pots de terre selon le protocole de caractérisation. Début du test de biodégradabilité.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/photo-2026-05-28-22-28-06.jpg)
##### 08/04/2026 - J1
Jour 1. Première série de mesures.
- *Difficulté rencontrée :* Lors du nettoyage, le film est très fragilisé et se coupe en plusieurs parties. Les morceaux sont difficiles à laver car des particules minuscules de terre restent accrochées.
##### 10/04/2026 - J3
−70% de masse en 3 jours.
##### 14/04/2026 - J7
##### 17/04/2026 - J10
Stabilisation de masse autour de 20% restant à partir du 10ème jour.
##### 21/04/2026 - J14
##### 28/04/2026 - J21
##### 05/05/2026 - J28
#### Résultats
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/rlgimage.png)
On voit que l'on a bien une biodégradation efficace de notre biomatériaux avec 75% de la masse qui disparaît en 4 jours et en suite une stabilisation au bout du 10 ème jours vers 20% de la passe initiale.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/2Uqimage.png)
#### Conclusion :
L'étude d'enfouissement révèle une cinétique de dégradation en deux temps pour notre biocomposite (drêche de pomme, kappa-carraghénane et glucomannane de konjac). Nous observons d'abord une dégradation massive et très rapide, caractérisée par une perte de masse de **75 % en seulement 4 jours**. Cette phase est suivie d'une stabilisation du reliquat. Nous émettons l'hypothèse que ce résidu persistant est lié à la présence d'un réseau de polymères complexes (issus du kappa-carraghénane et du glucomannane), dont les chaînes sont intrinsèquement plus longues et difficiles à décomposer.
Toutefois, la stagnation de ce résidu ne remet pas en cause la biodégradabilité totale du matériau. Il convient de souligner les limites de notre dispositif expérimental : l'enfouissement a été réalisé dans un terreau isolé, dépourvu de macrofaune (tels que les vers de terre) et d'écosystèmes complexes. En conditions naturelles, ces organismes jouent un rôle de biocatalyseur fondamental dans la fragmentation et la digestion finale des matières organiques.
En définitive, ce film 100 % biosourcé démontre un bénéfice environnemental majeur par rapport aux emballages plastiques conventionnels issus de la pétrochimie. Sa capacité à se dégrader en très grande partie et d'une manière extrêmement rapide dans l'environnement en fait une alternative durable et particulièrement prometteuse.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/lu3ci019-gr2-de-la-dreche-au-bioplastique-valorisation-dun-coproduit-de-pomme-pour-des-emballages-biosource)
# Groupe 3 : Synthèse et comparaison des polymères biodégradables : Le poly(butylène succinate) (PBS) et le poly(éthtylène succinate (PES).
# Groupe 1: La valorisation de la biomasse issue de déchets alimentaires en bioplastiques.
**Nos coordonnées:**
ABDENOURI Salma:
BOURDON Chloé: [chloe.bourdon@etu.sorbonne-universite.fr](mailto:salma.abdenouri@etu.sorbonne-universite.fr)
HUSSON Tasnim: [tasnim.husson@etu.sorbonne-universite.fr](mailto:salma.abdenouri@etu.sorbonne-universite.fr)
LIN Lilas: [lilas.lin@etu.sorbonne-universite.fr](mailto:salma.abdenouri@etu.sorbonne-universite.fr)
**Date de début des manipulations:** 20 Février 2026
**Date de fin estimée:** 20 Avril 2026
**Objectif de notre projet:** Notre projet a pour but de montrer que des déchets alimentaires peuvent être transformés en ressource chimique, notamment pour développer des alternatives aux plastiques classiques. Dans notre cas, nous avons opté pour le noyau d’avocat qui est souvent jeté tandis que ce déchet contient des polysaccharides pouvant être utilisés comme matière première pour des bioplastiques.
**Protocole:**
Les noyaux d'avocat sont lavés, séchés et coupés en morceaux. Ces morceaux sont râpés, infusés (trempés) dans de l'eau distillée contenant 0,2% de métabisulfite de sodium pendant 24 heures sous réfrigération.
Filtrer avec buchner le mélange et récupérer le solide. Ce dernier est laissé en suspension dans l’eau pendant 72 heures afin de récupérer la phase liquide contenant le sédiment d’amidon (on rince bien le solide afin de récupérer tout le sédiment d’amidon restant). On centrifuge la phase liquide récupérée précédemment et le surnageant est jeté. On répète l’opération 2 fois afin de purifier le sédiment. L'amidon est séché dans l’étuve à 40 °C pendant 15 heures.
Dans le but de vérifier la composition de notre solide, on réalise des tests de caractérisation tels que : l’IR (en ATR), un test de pureté à partir de Lugol (eau iodée) qui rend la solution bleu foncé à noir en présence d’amidon.
Gélatinisation :
Dans un bécher en pyrex, mélanger 25ml d’eau avec 5 g d’amidon. Ajouter au mélange 2.5 ml de glycérine et une goutte d’acide acétique. Chauffer le mélange au bain-marie à 70°C sur une plaque chauffante, pendant 20 minutes tout en remuant jusqu’à obtention d’un mélange visqueux transparent.
Faire couler le mélange sur une plaque puis laisser sécher à l’air libre pendant 48h.
**Première expérience au FABLAB :** 20/02/2026
**Objectifs de la séance : **
- Réaliser un test lugol sur des morceaux de noyau d’avocat.
- Faire des tests de la partie gélatinisation avec de l’amidon soluble afin de confirmer ou d’ajuster les paramètres du protocole.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-03/img-6650.jpeg)
Le test de lugol réalisé nous confirme la présence de l’amidon dans les noyaux d’avocat.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-03/8388af30-77e2-4014-9a01-3a319ae03094.jpeg)
La première expérience de gélatinisation: nous n’avons pas obtenu le résultat souhaité (gel visqueux). Nous supposons que cet échec est dû à: un chauffage à faible température + perte de chaleur (manip réalisée sous la sorbonne), la quantité de glycérol très faible comparée à la quantité d’eau, ainsi que la concentration de l’acide acétique (très dilué). Pour remédier à ce problème, nous avons suggéré un chauffage à haute température + couvrir avec de l’aluminium pour éviter toute perte de chaleur, ajouter une goutte d’acide acétique sans dilution.
**27/02/2026**
- Réalisation d’un test IR de l’amidon:
- Second test de gélatinisation (avec les suggestions de la 1ère manip)
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-03/c1fe47b1-c83f-44a9-9ab9-fbc2c70c2f57.jpeg)
**02/03/2026**
1er essai de l’extraction de l’amidon à partir des noyaux d’avocat (ÉCHEC):
- Mixer les noyaux d’avocat avec de l’eau dans un blinder (obtention d’un mélange orange = oxydation +++)
- Filtration du mélange puis centrifugation et séchage = Solide marron (gros grumeaux)
- Gélatinisation avec le solide obtenu = mélange marron liquide (échec)
La couleur du solide est justifiée par l'oxydation des noyaux d’avocat, nous suggérons de les râper et laisser tremper dans du métabisulfite pendant 24h. Puis récupérer le solide et le mettre en suspension dans l’eau afin de séparer les sédiments d’amidon pendant 24h dans le réfrigérateur.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-03/82b2a5d4-b746-4434-9340-d7758c75ac42.jpeg) [ ](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-03/9222bc1a-7a36-4869-ba23-93e2c198df90.jpeg)[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-03/7f1e93e0-be6f-4c3c-9df4-194d083337f5.jpeg)
**06/03/2026**
- Râper les noyaux d’avocat et laisser tremper dans la solution de métabisulfite pendant 30 min
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-03/54de0cb8-10f7-4627-a211-1d2b0c988495.jpeg)
- Filtrer et essorer au Büchner les noyaux râpés et les récupérer dans un mortier
- Utiliser le pilon pour écraser les noyaux râpés afin de mieux libérer l’amidon dans l’étape suivante
- Récupérer les noyaux râpés et mettre en suspension dans l’eau, laisser le bécher au réfrigérateur
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-03/4616e8d6-090d-43e9-86cd-08ab5fc5e019.jpeg)
**13/03/2026**
- Filtration du mélange (filtre buchner) et récupération de la phase liquide.
- Centrifuger plusieurs fois afin de laver l’amidon.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-03/a6ed8248-34aa-43d9-a36e-9aab70cd0675.jpeg)
- Récupération de l’amidon (test lugol positif)
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-03/ec838e4f-1abf-426c-b132-6424b540160a.jpeg)
- Réalisation d’un spectre FT-IR (on observe des élongations O-H à 3304 ce qui s’explique par le fait que l’amidon n'a pas encore été séché)
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-03/img-6820.jpeg)
- Sécher l’amidon à l’étuve à 30°C pendant environ 72h
- Mettre en suspension dans l’eau les plastiques réalisés précédemment afin de vérifier leur solubilité.
**16/03/2026**
- Récupération de l’amidon séché. Broyer avec un pilon pour le réduire en poudre (on observe une légère coloration = peut-être des traces de polyphénols)
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-03/bb31dd32-e33c-468c-8095-9bccd6fd7916.jpeg)[  ](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-03/c148da3a-3c63-4d7b-9fbc-ede38b974e44.jpeg)[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-03/5d9489ea-207f-45cb-b7d9-85ac551e5d32.jpeg)
- Test lugol positif + spectre IR avec des faibles pics qui se superposent avec les pics du spectre d’amidon soluble (ref).
- Conservation de l’amidon dans un cristallisoir couvert de papier aluminium.
- Vérification de l’aspect visuel des plastiques mis en suspension dans de l’eau (plastique mou = absorption d’eau)
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-03/4fe0add7-a111-481d-a260-f408c2fecc28.jpeg)
**25/03/2026**
- Centrifugation et récupération de l’amidon
- Séchage de l’amidon: mettre dans l’étuve à 40°C pendant 12h (Retirer le lendemain de l'étuve).
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-03/103f2bb9-f8b1-4cdc-994c-fbde21bb905f.jpeg)
**30/03/2026**
- Analyse IR [](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-03/3-spectres-damidon.PNG)
- Gélatinisation avec l'amidon extrait précédemment (échec = pas de gel visqueux, texture liquide) nous suggérons de diminuer la quantité de glycérol (c'est un plastifiant, il peut donc empêcher les chaînes de trop s'accrocher entre elles).
- Préparation de la solution de métabisulfite + râper les noyaux d'avocats et laisser tromper une semaine dans la solution.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-04/img-7176.jpeg)
**03/04/2026**
- Mettre les noyaux d'avocat râpés en suspension dans l'eau
- Test de gélatinisation avec de l'amidon soluble (échec = mélange liquide)
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-04/55df3a25-11e6-43c9-8b39-07d0b90263a5.jpeg)
**07/04/2026**
- Test de gélatinisation avec l'amidon extrait (gel visqueux) + moulage et laisser sécher à l'air libre (plastique cassant en petit morceaux une fois l'eau évaporé: nous avons décidé de ne plus mouler mais plutôt étaler en couche fine sur du papier cuisson.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-04/img-7265.jpeg)
- Récupération de l'amidon (centrifugation) + le mettre à sécher dans l'étuve à 40°C pendant 15h (retrait le lendemain de l'étuve)
[ ](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-04/img-7259.jpeg)[ ](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-04/img-7267.jpeg)[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-04/3d347143-14a8-4367-b3e9-f15c192a6ee0.jpeg)
**10/04/2026**
- Analyse FTIR de l'amidon extrait précédemment.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-04/spectre-des-4-amidon.PNG)
- Mettre les noyaux d'avocat râpés en suspension dans l'eau.
[ ](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-04/img-7295.jpeg)[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-04/4a372552-ea5c-40fc-a503-0c623a03569c.jpeg)
- Gélatinisation avec l'amidon extrait (obtention d'un gel visqueux) + étaler sur une feuille de papier cuisson et laisser sécher à l'air libre.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-04/70c53a93-e750-48e0-9c30-8db1e624b8da.jpeg)
**13/03/2026:**
- Vérification de l'état de notre bioplastique: notre bioplastique a mal séché. Nous avons donc lancé une autre gélatinisation sans acide acétique + une autre gélatinisation avec l'amidon de maïs afin de comparer les 2 résultats et essayer d'identifier le problème.
- Centrifugation afin de récupérer l'amidon.
[ ](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/y0Fimage.png)[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/gVZimage.png)
- Mettre l'amidon à sécher dans l'étuve à 40°C pendant 15h .
**14/04/2026:**
- Récupérer l'amidon séché la veille.
- Mettre en suspension dans l'eau les noyaux d'avocat restants.
- Test de traction: nous n'avons pas pu effectuer ces tests à la plateforme polymère car nos la machine dont ils disposent n'est pas adapté à nos échantillons.
**17/04/2026:**
- Centrifugation afin de récupérer l'amidon.
- Mettre l'amidon à sécher dans l'étuve à 40°C pendant 15h .
- Lancer une gélatinisation: bioplastique très fin et fragile. Nous avons par la suite réalisé plusieurs tests en variant la quantité d'eau = le résultat n'a pas changé. Suite à des recherches nous avons supposé que le problème provenait de notre manière de réaliser cette étape de gélatinisation.
Suspendre la gélatinisation dès l'obtention d'un mélange crémeux = Viscosité souhaité n'est pas atteinte (les polymères ne forment pas un réseau continu, chaque grain se rétracte séparément) on obtient donc un matériau craquelé.
Solution suggérée: Chauffer le mélange au bain marie à 70°C jusqu'à obtention d'un mélange transparent et visqueux (translucide).
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/Yldimage.png)
**20/04/2026:**
- Lancer une gélatinisation: mélange chauffé au bain marie à 70°C pendant ~25min jusqu'à obtention d'un mélange transparent et translucide.
- Nous avons décidé de varier la manière de faire sécher le bioplastique afin d'observer les différences et trouver les paramètres optimaux:
Séchage à l'étuve à 40°C: le résultat montre que le matériau à séché de l'extérieur et resté humide à l'intérieur (séchage violent et pas homogène) = matériau craquelé.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/s70image.png)
Séchage à l'air libre: évaporation rapide de l'eau, on a donc un séchage pas homogène avec une surface sèche et un intérieur humide = matériau craquelé.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/T90image.png)
Séchage doux à température ambiante (couvrir le matériau avec du film alimentaire): étaler mélange sur la plaque puis couvrir avec un film alimentaire et le laisser sécher plusieurs jours à température ambiante = matériau séché de manière homogène sans se craqueler. ce dernier était dur et cassant, nous avons donc refais le test en augmentant la quantité de glycérol dans le mélange.
[ ](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/yk9image.png)[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/1mmimage.png)
# Groupe 5 : FLOC'VERT: Capturer le plastique imperceptible présent dans nos eaux, à l'aide de polymères biosourcés.
**Nos coordonnées**
KUNARATNAM Sarugan : [sarugan.kunaratnam@etu.sorbonne-universite.fr](mailto:sarugan.kunaratnam@etu.sorbonne-universite.fr)
Anaïs TREGUIER : [anais.treguier@etu.sorbonne-universite.fr](mailto:anais.treguier@etu.sorbonne-universite.fr)
Janani THIAGAMOORTHY : [janani.thiagamoorthy@etu.sorbonne-universite.fr](mailto:janani.thiagamoorthy@etu.sorbonne-universite.fr)
NGUYEN Phuong Nga : [phuong\_nga.nguyen@etu.sorbonne-universite.fr](mailto:phuong_nga.nguyen@etu.sorbonne-universite.fr)
**Introduction**
*Date de début* : 20/02/2026
*Date de fin * : 01/05/2026
*Objectifs :*
Développer et optimiser un traitement de l'eau pour éliminer les microplastiques via la floculation par un polymère biosourcé : le chitosane.
*Contexte :*
On cherche à trouver un moyen efficace d'enlever les particules de microplastique dans l'eau qui pourraient remplacer les floculants conventionnels utilisés dans les stations d'épuration. Cette méthode serait également envisageable pour un kit de purification de l'eau.
Il s'agit ici d'une preuve de concept. On cherche à montrer que le chitosane, un polymère biosourcé, peut être utilisé pour capturer les particules de microsplastique dans l'eau via la floculation. Pour ce faire, on prépare des suspensions avec des quantités différentes de microparticules de polystyrène de tailles variées et on les fait floculer avec des solutions de concentrations variées en chitosane. On "dosera" le PS avant et après la floculation pour déterminer l'efficacité de cette méthode.
**Matériaux / Outils / Machines**
Verrerie :
- - - - Béchers (250 mL, 500 mL)
- Eprouvettes graduées (100 mL, 250 mL)
- Pipettes graduées
- Erlenmeyers (250 mL, 1 L)
- Barreaux aimantés
Appareillage :
- - - - Agitateur magnétique
- pH-mètre étalonné / papier pH
- Équilibre
- Chronomètre
- Plaque chauffante
- Thermomètre
**Journal de bord**
PS : polystyrène
*20/02*
Préparation des microparticules
*Protocole*
- - Broyer une dizaine de cuves UV-vis de PS à l'aide d'un broyeur/déchiqueteur
- Récupérer les PS broyés dans un tube eppendorf
- Tamiser avec les mèches #10, #18, et éventuellement #60 si on obtient des particules assez petites
*Observations*
- - Il restait beaucoup de PLA dans le broyeur et on n'arrivait pas à tout nettoyer. Notre PS était donc un peu "contaminé" par du PLA.
- Les particules de PS restaient assez grosses. On aurait besoin d'une autre méthode pour obtenir des particules plus fines.
*[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-04/2231.jpg)*
*25/02*
Flottation pour essayer d'enlever les impuretés (PLA, terre issue du broyeur et des tamis)
*Protocole*
- - Préparer une solution de sel d'environ 130 g/L dans un bécher
- Ajouter du PS broyé petit à petit dans le bécher contenant la solution
- Laisser agiter pendant environ 3 minutes
- Arrêter l'agitation et laisser déposer tout ce qui n'est pas du PS
- Récupérer le PS à la surface de la solution, rincer et laisser sécher
*Observations*
- - On risque de perdre les plus petites particules de PS
- Ce n'est au final pas trop grave d'avoir d'autres contaminants tant qu'on ait principalement du PS, l'essentiel est de pouvoir observer la floculation.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-04/blzimage.png)
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-04/SYJimage.png)
*20/03*
Broyage du PS avec un moulin à café.
On obtient bien des particules plus fines, mais un peu contaminées par la rouille du moulin malgré le nettoyage.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-04/3i9image.png)
On place un verre en-dessous du moulin pour récupérer du PS qui sort.
*[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-04/QIBimage.png)*
Par la suite du broyage, nous avons tamisé les poudres avec les mèches #10, #18 et #60. Le tube A correspond au #60, le tube B correspond au #18 et le tube C correspond au #10.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-04/pgNimage.png)
*01/04*
Pour les protocoles (en particulier pour la préparation de l'eau contaminée au PS), nous ne sommes pas sûrs des quantités (nous avons tiré ces quantités de la littérature) :
Préparation de l'eau contaminée au PS :
- Peser 0,625g de polystyrène broyé.
- Introduire dans 250 mL d'eau distillée (concentration 0,25 % m/v).
- Agiter pendant 10 minutes pour homogénéisation.
*
*Préparation de la solution de chitosane (solution mère de 1 g/L) :
- Préparer une solution d'acide acétique à 1 % (v/v) dans une fiole jaugée de 1L : 10 mL d'acide acétique glacial dans 990mL d'eau distillée.
- Peser 1,0 g de chitosane.
- Ajouter progressivement le chitosane dans 1 L de solution acide sous agitation.
- Agiter pendant 2 heures minimum (température ambiante).
- Vérifiez le pH (doit être entre 4 et 5).
- Filtrer si nécessaire pour éliminer les particules non dissoutes. – Conservation au maximum 48h (normalement).
*02/04*
Tailles estimées de particules selon le tamis :
\#18 : 1000 µm ; #60 : 250 µm ; #120 : 125 µm ; #230 : 63 μm
Vérification des tailles de particules de PS au microscope.
On dépose une petite quantité d'échantillon à vérifier sur une lame propre (échantillon sec ou une goutte de suspension de PS). On utilise l'objectif x4 et l'objectif x10 pour observer les particules (oculaire x10).
Pour déterminer la valeur réelle de la taille des particules, on note la valeur de mesure effectuée à la règle sur la projection de l'image de ce qu'on voit au microscope sur un écran d'ordinateur et sur la division par 40 ou 100 selon l'objectif utilisé.
Exemple avec l'objectif x4 (échantillon sec) :
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-04/2646.jpg)
Exemple : pour l'échantillon obtenu avec le tamis #60 :
3,2 cm / 40 = 0,08 cm = 800 μm
1 cm / 40 = 250 μm
6 cm / 40 = 1500 μm
0,5 cm / 40 = 125 μm
5 cm / 100 = 500 μm
Notez que les tailles réelles des particules peuvent être plus grandes que celles estimées par les mèches.
*03/04*
On a préparé une nouvelle suspension avec 1,127 g de PS obtenu après le tamisage avec la mèche #120 et non tamisé avec le #230. (On aurait dû utiliser un échantillon de PS #230 pour obtenir des particules plus fines et de tailles plus homogènes.)
On a également essayé de doser/quantifier le PS en suspension à l'aide de la spectrophotométrie UV-vis et avec un hématimètre Malassez.
[Fiche technique - Cellule de Malassez](https://pedagogie.ac-montpellier.fr/sites/default/files/ressources/01_cellule_de_malassez.pdf "Fiche technique - Cellule de Malassez")
On a rencontré certaines difficultés réalisant le dosage UV-vis et avec la cellule de Malassez :
visible aux UV
- Les particules se déposent au cours du temps au fond de la cuve même si les particules les plus fines restent en suspension. On devrait effectuer les mesures rapidement après l'arrêt d'agitation de la suspension. Les mesures risquent donc de manquer de précision.
- Les 2 suspensions jusqu'ici préparées absorbantes vers 220 nm. La suspension plus "concentrée" en PS absorbe moins que l'autre. Cela souligne notamment la difficulté de lier la quantité de PS en solution avec la valeur de l'absorbance de ce polymère dans les spectres (on ne pourra pas appliquer la loi de Beer-Lambert).
- Par ailleurs, la masse de PS prélevée pour préparer la suspension ne permet pas de prendre en compte la dispersion des tailles des particules.
Malassez
- On avait du mal à retrouver les grilles de la cellule de Malassez.
- Nos particules sont trop grosses pour cette méthode. Une particule peut couvrir tout un carreau. Quand on fait la mise au point pour voir les grilles, on est obligé de négliger les plus grosses particules.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-04/2647.jpg)
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-04/2653.jpg)
*10/04*
On a pu fixer une méthode plus précise et efficace pour quantifier le PS en suspension : l'hématomètre de Nageotte.
Son principe ressemble beaucoup à la technique de Malassez, mais permet de dénombrer les particules plus grandes. Cette méthode nous permet de dénombrer les particules en fonction de leur taille plus facilement.
[Mode opératoire - Cellule de Nageotte](https://www.slideshare.net/slideshow/la-cellule-de-nageotte/70150037 "Mode opératoire - Cellule de Nageotte")
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-04/2659.jpg)
On a aussi broyé plus de PS.
Protocole floculation :
Pour le protocole, nous ne sommes pas sûrs des quantités (nous avons tiré ces quantités de la littérature) :
- Mesurer le pH de la suspension. Ajuster (avec du HCl) si nécessaire à pH 5.5 ± 0,2.
- Introduire 250 mL de suspension dans un bécher de 500mL (La suspension contient 1.117g de PS et 250mL d’eau distillé).
- Agiter à 200 rpm pendant 10 minutes.
- Ajouter 250 mL de la solution de chitosane dans ce même bécher de 500mL.
- Agiter rapidement
- Réduire la vitesse à 40–50 rpm pendant 15 minutes. Observer la formation des flocs.
- Arrêter l’agitation et laisser sédimenter 30 minutes. Observer.
o Observations :
On observe la formation de flocs. On voit que le liquide est trouble et contient des amas blanchâtres et légers (peu compacts). La floculation est donc modérée car toutes les particules n’ont pas été capturées par les flocs. Après décantation, on observe un dépôt au fond du bécher qui correspond à une sédimentation partielle et une fine couche en surface. Les flocs formés sont donc peu denses. Les causes qui peuvent expliquer ce résultat sont :
- La dose de chitosane (si trop faible, la floculation sera faible).
- L’influence du pH (pH optimal vers 5).
- L’agitation rapide ou lente (dispersion insuffisante ? Casse des flocs ?).
- Influence de la taille du PS.
On peut également confirmer que la floculation a eu lieu grâce à la méthode de la Cellule de Nageotte avant et après floculation
**** Avant la floculation, on observe la présence de particules de PS visibles et dispersées de différentes tailles. Après floculation, on voit qu’il y’ a une zone quasiment vide de particules, les particules ont disparus. On peut donc dire que les particules ont été agrégées en flocs plus gros et ces flocs se sont sédimentés au fond du bécher.
*13/04*
**Comptage avant floculation juste après agitation :**
On refait un comptage immédiatement après l'agitation, sans ajouter le chitosane. Ça permet de voir si les particules se dispersent bien dans la solution aqueuse.
**Comptage après floculation et décantation :**
Compter après l'ajout de chitosane et après avoir laissé décanté. Ce qu'il reste en suspension, c'est ce que le chitosane n'a pas capturé.
**Pourquoi ces deux compteurs :**
Comparer le nombre de particules par litre avant et après la floculation permet de mesurer l'efficacité du chitosane : combien de particules ont été agrégées, combien ont vraiment décanté.
*14/04*
On retestait le comptage avec la cellule de Nageotte.
*15/04*
Sur un broyé des particules de PS pour obtenir des particules plus fines (tamis #120, #230).
*22/04*
On souhaite manipuler avec différentes masses de PS dans les suspensions pour différentes tailles de PS :
· n° 120 : 0,1 g ; 0,25 g ; 0,5 g
· n° 230 : 0,1 g ; 0,25 g ; 0,5 g
On souhaiterait également réaliser les floculations avec différentes concentrations en chitosane :
§ 0,25 g/L (Solution fille 1 ou Sf1)
§ 0,50 g/L (Solution fille 2 ou Sf2)
§ 1,00 g/L (Solution fille 3 ou Sf3)
§ 2,00 g/L (solution mère ou Sm)
Pour chaque floculation, on va utiliser 250mL de solution de chitosane de concentration donnée pour 250mL de suspension.
La concentration de la solution mère de chitosan vaut donc 2g/L. On peut donc calculer les facteurs de dilution pour les solutions filles.
o F(sf1) = 8
o F(sf2) = 4
o F(sf3) = 2
Calculons maintenant les volumes et estimons la masse de chitosane à prélever :
- V(Sf1) = 250 mL/8 = 31,25 mL
- V(Sf2) = 250 mL/4 = 62,5 mL
- V(Sf3) = 250 mL/2 = 125 mL
= ˃ 31,25 + 62,50 + 125 + 250 = 468,75 ml. On fera l'approximation qu'il faut prélever 500mL solution mère. On va donc prendre 1g de chitosane.
PROTOCOLE :
ÉTAPE 1 : Préparation de la solution de chitosan
- Préparer une solution d’acide acétique à 1 % (v/v) dans une fiole jaugée de 1L : 10 mL d’acide acétique glacial dans 990 mL d’eau distillée.
- Peser 1,0 g de chitosan.
- Ajouter progressivement le chitosan dans 1 L de solution acide sous agitation.
- Agiter pendant 2 heures minimum (température ambiante).
- Vérifier le pH (doit être entre 4 et 5).
- Filtrer si nécessaire pour éliminer les particules non dissoutes.
- Conserver au maximum 48h.
Au bout de 2 heures d’agitation, on arrête l’agitation. On souhaite préparer 3 solutions filles dans une fiole jaugée de 250 mL (on aura au total 6 fioles jaugés) :
- Ajouter le volume calculé de solution mère de chitosane dans une fiole jaugée de 250mL.
- Remplir à l’eau distillée jusqu’au trait de jauge.
- Boucher et homogénéiser la fiole.
ÉTAPE 2 : Préparation de l’eau contaminée au polystyrène
Nous allons préparer deux suspensions de PS dans un bécher de 1 L mais avec des concentrations différentes (0.25g/L et 0.50g/L).
- Peser une masse de polystyrène broyé (0.25g ou 0.50g) à l’aide d’une balance et d’une capsule de pesée.
- Introduire dans 1L d’eau.
- Agiter fortement et rapidement (jusqu’à observer un tourbillon dans le bécher) jusqu’à homogénéisation.
- Diviser le volume de chaque bécher par 4. Introduire le volume dans un bécher de 500mL (on aura au total 8 béchers contenant 250 mL de suspension).
ÉTAPE 3 : Floculation
- Agiter le bécher de suspension à 200-300 rpm.
- Ajouter le volume de solution chitosane (Sm ou Sf en fonction de la concentration souhaitée).
- Maintenir agitation rapide pendant 1 minute ((jusqu’à observer un tourbillon dans le bécher).
- Réduire la vitesse à 100 rpm. Maintenir pendant 15 minutes. Observer la formation des flocs.
- Arrêter l’agitation. Laisser sédimenter 30 minutes. Observer.
- Mesurer le pH de la suspension. Ajuster si nécessaire à pH 5.5.
- Faire le comptage à la Nageotte.
24/04/26
Même protocole que la dernière fois mais cette fois-ci avec #230 : 0.1g ; 0.5g.
# Groupe 4 : Des HDES (Hydrophobic Deep Eutectic Solvents ) pour remplacer les solvants classiques, toxiques et volatiles afin de purifier l'eau des micropolluants organiques.
**Membres du Groupe 4 :**
Yoann COLOMERA (yoann.colomera@etu.sorbonne-universite.fr)
Shaïma SOUIFA (shaima.souifa@etu.sorbonne-universite.fr)
Roza KAPLAN (roza.kaplan@etu.sorbonne-universite.fr)
**I - INTRODUCTION**
Un HDES est un solvant qualifié vert car biosourcé dont le mélange de deux composés (ou plus) correspond au point eutectique dans le diagramme binaire de ces composés. L'intérêt d'utiliser un tel solvant est de diminuer les risques chimiques en travaillant avec un solvant moins toxique (que par exemple le chloroforme), non volatile et eco-friendly.
L'objectif de ce projet est premièrement de synthétiser un HDES. Nous en avons choisi un composé de L-menthol et d'acide décanoïque. Nous allons ensuite l'utiliser comme solvant organique afin d'extraire du bleu de méthylène en phase aqueuse. Le but est de simuler une eau polluée par une industrie de teinture textile. Enfin, le coefficient de partage (Kp) sera calculé pour conclure quant à l'efficacité de l'extraction.
Pour ce faire, il faut d'abord établir un protocole, caractériser le HDES synthétisé, trouver un moyen pertinent de connaître la concentration de bleu de méthylène dans les deux phases avant et après extraction, calculer le Kp et discuter des résultats.
**II - PROTOCOLE**
Pour mettre en évidence l’efficacité du HDES, un protocole en 3 parties a été pensé : la synthèse du HDES, une droite d’étalonnage de l’absorbance Ⲗmax du bleu de méthylène, extraction liq-liq et calcul du Kp. À titre de comparaison, nous allons effectuer une extraction du bleu de méthylène par le chloroforme.
La droite d’étalonnage permet de connaitre la concentration de bleu de méthylène dans la phase aqueuse après extraction et par déduction la concentration dans la phase organique (grâce à la différence avec la concentration initiale dans la phase aqueuse). Les mesures seront faites par un spectrophotomètre UV-vis.
**Synthèse du HDES :**
Peser 7.81g de menthol et 8.61g d’acide décanoïque séparément à l’aide d’une balance (mélange 1:1)
Introduire les deux solides dans un bécher propre et sec
Placer un barreau aimanté dans le bécher.
Chauffer doucement sur plaque chauffante (80 °C).
Agiter continuellement jusqu’à obtention d’un liquide incolore (agitation plutôt forte due à la viscosité du HDES)
Retirer le bécher de la plaque et laisser refroidir à température ambiante
Mettre au four pendant 48h à environ 60°C pour éliminer les traces d'eau présentes dans le HDES (<1%)
**Droite d'étalonnage :**
• Préparation solution mère concentrée (C1 = 1.0 x 10-3 mol/L) :
Introduire 32.0 mg de bleu de méthylène solide dans une fiole jaugée de 100 mL.
Remplir la fiole à 2/3 d’eau distillée et dissoudre le solide en agitant la fiole. Compléter au trait de jauge avec de l’eau distillée après la dissolution complète du solide. Boucher et homogénéiser.
• Préparation de la solution mère de travail (C2 = 1.0 x 10-4 mol/L) :
Prélever 10.0 mL de la solution mère concentrée à l’aide d’une pipette jaugée.
Introduire dans une fiole jaugée de 100 mL compléter à l’eau distillée jusqu’au trait. Boucher et homogénéiser.
• Préparation de la gamme d’étalonnage à partir de la solution mère de travail :
Préparer 5 solutions étalons par dilution. Avec 2.0 ; 4.0 ; 6.0 ; 8.0 ; 10.0 mL de solution mère dans un volume finale de 100 mL
Réaliser le blanc avec une cuve remplie d’eau distillée.
Mesurer les absorbances pour les solutions préparées à Ⲗmax = 663nm (valeur pour le bleu de méthylène)
Utiliser la même cuve utilisée pour faire le blanc pour toutes les mesures et la rincer entre chaque mesure. Utiliser des concentration de solution fille croissante.
Noter l'absorbance pour chaque solution
Tableau récapitulatif :
| Solutions
| Vol de sol mère prélevé (mL)
| Vol final (mL)
(fiole jaugée)
| Conc finale (mol/L)
|
| S1
| 2.0
| 100
| 2.0 x 10-6
|
| S2
| 4.0
| 100
| 4.0 x 10-6
|
| S3
| 6.0
| 100
| 6.0 x 10-6
|
| S4
| 8.0
| 100
| 8.0 x 10-6
|
| S5
| 10.0
| 100
| 1.0 x 10-5
|
| **Matériels** | **Produits** |
| Balance
Spatules
Coupelles de pesée
7 fioles jaugées 100mL + Bouchons
Pipettes jaugées 10mL ; 5mL ; 2mL
Béchers 100mL
Erlenmeyers 20mL + Bouchons à jupe
Agitateur magnétique / Plaque chauffante
Barreau aimanté
Thermomètre
Ampoule à décanter
Entonnoirs à liq et sol
Flacon de stockage
Four
Spectromètre UV-Vis
Cuves en quartz 1cm
Spectromètre ATR-FTIR
| L-Menthol cas : 2216-51-5
Acide Décanoïque cas : 334-48-5
Bleu de méthylène cas : 122965-43-9
Chloroforme cas : 67-66-3
Eau distillée
Ethanol
Acétone
|
**IV - MANIPULATIONS AU FABLAB**
**Synthèse du HDES :**
**25.02.2026**
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/img-0309.jpeg)[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/Bszimg-0313.jpeg)
Pesée des réactifs. Masses expérimentales : Menthol = 7.813g ; Ac. Décanoïque = 8.612g. Mélange à 80°C jusqu'à obtention d'un liquide incolore, puis refroidit à température ambiante.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/img-0318.jpeg)
Stockage du solvant dans le four pendant 48h.
**Droite d'étalonnage :**
**25.02.2026**
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/img-0308.jpeg)[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/img-0316.jpeg)
Pesée du Bleu de méthylène. Masse expérimentale : BM = 32.2mg. Préparation des solutions étalons avec de gauche à droite : S1, S2, S3, S4, S5, Sol mère de travail et Sol mère concentrée.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/img-0317.jpeg)
Spectromètre UV-vis utilisé. Mesure de l'absorbance des solutions étalons de S1 à S5. Cuves en quartz 1cm utilisées avec pour référence une cuve d'eau. Facile d'utilisation, entrer la longueur d'onde max d'absorption, ici 663nm, mesurer la référence, puis les solutions une à une dans le support bleu ici.
**Extractions :**
**21.04.2026**
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/img-0568.jpeg)[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/img-0569.jpeg)
5mL de S5 (marqué S10 sur la verrerie pour indiquer la concentration) phase aqueuse en bas dans l'erlenmeyer + 5mL HDES en haut dans l'erlenmeyer. Agitation forte pour créer une émulsion, pendant 1h.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/img-0570.jpeg)
Après agitation on place le mélange dans une ampoule à décanter que l'on laisse décanter pendant 24h. La phase aqueuse est toujours en bas et la phase organique en haut. On voit déjà visuellement que le BM est passé dans la phase organique.
**22.04.2026**
Mesure de l'absorbance de la phase aqueuse après extraction au HDES : A = 0.058
**20.05.2026**
Extraction du bleu de méthylène par le chloroforme selon le même protocole décrit ci dessus.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/image-1679049019718.jpg)
Caractérisation IR du L-Menthol, Ac. Décanoïque et du HDES au spectromètre ATR-FTIR. (1)
**21.05.2026**
Mesure de l'absorbance de la phase aqueuse après extraction au Chloroforme : A = 0.029
**V - RÉSULTATS**
**Synthèse HDES :**
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/superposition-ir.jpg)
Nous avons une superposition des spectres de l'Ac. décanoïque, du menthol et du HDES. On remarque une baisse de signal de la bande caractéristique de l'élongation -OH du menthol à 3246 cm-1 entre le menthol et le HDES. La fonction -OH est en fait impliquée dans la liaison hydrogène entre le menthol et l'acide décanoïque : l'oxygène de la fonction alcool est accepteur de liaison hydrogène, et le donneur est l'hydrogène de la fonction acide carboxylique de l'acide décanoïque.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/whatsapp-image-2026-05-23-at-19-59-18.jpeg)
On peut comparer ces spectres aux spectres retrouvés dans la littérature (2). On retrouve exactement la même allure. Cette information nous confirme la réussite de la synthèse du HDES.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/whatsapp-image-2026-05-23-at-20-07-14.jpeg)
Schéma de la liaison hydrogène entre les deux composés. (2)
**Droite d'étalonnage :**
|
| Absorbance
|
| S1
| 0.104
|
| S2
| 0.260
|
| S3
| 0.426
|
| S4
| 0.552
|
| S5
| 0.639
|
Tableau des mesures de l'absorbance des solutions étalons de S1 à S5.
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/capture-decran-2026-03-01-112937.png)
La droite d'étalonnage est tracée en reliant la concentration à son absorbance. On retrouve la loi de Beer-Lambert A= Ɛ.l.C, où le coefficient directeur de la droite est le coefficient d'extinction molaire du bleu de méthylène en solution aqueuse. Ici on a une valeur de 68100 L.mol−1 .cm−1, qui est du même ordre de grandeur que celle trouvée dans la littérature de
56000 L.mol−1 .cm−1
Grâce à cette équation nous pouvons, à partir de la mesure de son absorbance, trouver la concentration de bleu de méthylène dans la phase aqueuse après extraction.
**Extractions :**
[](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/uploads/images/gallery/2026-05/capture-decran-2026-05-23-204341.png)
Tableau récapitulatif de l'absorbance des phases aqueuses après chaque extractions. La concentration a été calculée grâce à l'équation de la droite d'étalonnage. Le Kp a été calculé avec la formule établie dans le protocole.
**VI - CONCLUSION**
L’extraction du bleu de méthylène en solution par le HDES a été un franc succès. Un Kp>1 est témoin d’une extraction réussie. Néanmoins, un solvant organique traditionnel comme le chloroforme reste plus efficace avec une valeur de Kp presque doublée par rapport au HDES. Bien que le chloroforme soit plus efficace il n’en reste pas moins toxique, les HDES se révèlent prometteur pour une chimie durable dans un avenir plus vert.
**RÉFÉRENCES**
(1) Photo ATR : [https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/books/appareils-biologie-chimie/page/spectrometre-ft-ir-spectrum-two-atr/revisions/15221/changes](https://wiki.fablab.sorbonne-universite.fr/BookStack/books/appareils-biologie-chimie/page/spectrometre-ft-ir-spectrum-two-atr/revisions/15221/changes)
(2) Microchimica Acta, 2023, 190, 384, “FT-IR spectra of n-decanoic acid, dl-menthol, and HDES & The formation of hydrogen bonds between HBA and HBD”.
**EXPÉRIENCES PERSONNELLES**
Pour ce projet, nous avons fait face à plusieurs challenge.
La première idée était de concevoir un solvant vert. Nous nous sommes penché vers les liquides ioniques pour extraire des minéraux dans l'eau. Mais leur toxicité nous a obligé à trouver une alternative. Après quelques recherches, nous avions trouvé plusieurs articles qui parlaient de DES pour extraire des minéraux. Ces DES étant moins toxiques que les liquides ioniques nous étions en bonne voie. Néanmoins, les DES se mélangent à l'eau donc une extraction avec l'eau n'aurait pas fonctionné.
Il fallait trouver un DES hydrophobe, et heureusement il en existe. Le HDES synthétisé dans ce projet en est l'exemple. Les HDES sont efficaces pour extraire des micropolluants organiques. Nous avons alors abandonné l'idée des minéraux pour un micropolluant organique. Mais lequel ? Il fallait trouver un moyen de traquer le polluant lors d'une extraction. Heureusement, beaucoup de molécules organiques absorbent dans l'UV-vis grâce à leurs cycles aromatiques. C'est alors que nous avons trouvé l'idée du bleu de méthylène.
En avançant dans le projet, les protocoles ont été pensés au fur et à mesure en les modifiants pour minimiser les échecs. Par exemple l'extraction du BM avec le HDES devait être comparé avec une extraction par le cyclohexane, mais l'extraction avec le cyclohexane n'a pas fonctionné. Il fallait un solvant organique hydrophobe mais assez polaire pour extraire le BM. L'essai avec le chloroforme a été un succès. Nous avions pensé également à l'éther diéthylique, mais pas tenté car le chloroforme a parfaitement extrait le BM.
Le projet a été enrichissant et le sujet est assez moderne, les articles les plus vieux datent de 2015 environ et la plupart sont de ces 4-5 dernières années. Ça aurait été intéressant de pousser le projet plus loin, à manipuler le HDES pour le recycler et le réutiliser, purifier le BM avec d'autres techniques. Les ouvertures à ce projet existent.
Bien que chronophage, ce projet a permis de travailler en équipe, de rechercher un sujet de Chimie verte de zéro, parcourir les articles, se tromper, trouver des solutions, recommencer, etc...
Un grand merci au FabLab pour son accueil, sa disponibilité (même pendant les arrêts des enseignements), ses conseils, et mettre en place tout le matériel et produits nécessaires à la réussite de nos projets.
# UM4BEB01 : Biologie écologie évolution
# Etude de l’impact de la pollution au sulfate de sodium sur les interactions trophiques plante-insecte
**INTRODUCTION :**
Notre projet avait pour but d'étudier l'impact sur la croissance de plans de bourrache officinale (*Borago officinalis)* de la pollution au sulfate de sodium (Na2SO4) *,* de la prédation par des chenilles *Spodoptera littoralis,* et de l’interaction entre ces deux facteurs.
Nous avons commencé à y réfléchir début décembre 2025 pour une fin de projet le 11/02/2026. Il a été réalisé dans le cadre de l'UE de méthodologie UM4BEB02 du master BEE.
**PROTOCOLE :**
Nous avons d'abord fait germer 200 graines de bourrache pendant une semaine. 134 de ces graines, choisies aléatoirement, ont ensuite été semées dans des pots individuels, où elles ont pu se développer au sein de mini-serres pendant 3 semaines.
Une fois les plants suffisamment développés, nous les avons transféré dans le phytotron de FabLab afin de poursuivre leur croissance pendant 18 jours. A la suite de cette période, nous les avons réparti en 4 conditions différentes : Conditions contrôles, Conditions Polluées, Conditions Insectes et Conditions Insectes + Polluées.
**Nos coordonnées:**
- Thibault Lombard ****
- Nikita Vershynin ****
- Oscar Chemel ****
- Mathias Cohen-Solal ****
- Misaki Tornato ****
# UL2EV006: Projet mineure environnement
# Génodique
L2 Mineure Environnement, UE Projet
Gajanaa Kenkatharan, Maylis Leterrier, Maxence Deroome
1. # Résumé du projet :
Notre projet s’intéresse à la théorie de la génodique, développée à partir de 1970 par le physicien français Joël Sternheimer (1943-2023), élève de Louis de Broglie, lauréat du prix Nobel de physique en 1929 pour ses travaux sur les ondes de matière. Cette théorie repose sur l’idée d’utiliser la séquence sonore, ou lumineuse, associée aux acides aminés d’une protéine cible afin d’en stimuler la biosynthèse, ou au contraire de l’inhiber au moyen d’une séquence miroir. Il s’agit du « procédé de régulation épigénétique de la biosynthèse d’une protéine par résonance d’échelle ». Concrètement, les longueurs d’onde de De Broglie attribuées à chaque acide aminé de la protéine sont traduites en une mélodie, appelée « protéodie », ou en une séquence de flashs lumineux.
Dans le domaine de l’agroécologie, cette théorie pourrait notamment permettre d’optimiser les rendements agricoles en renforçant la protection des cultures face aux stress biotiques et abiotiques, tout en favorisant leur potentiel de croissance.
Dans un contexte marqué par le changement climatique et par les limites de l’agriculture conventionnelle — usage intensif d’engrais, appauvrissement des sols et pollution chimique —, la génodique apparaît comme une piste d’innovation prometteuse, à la fois non invasive, durable et économique.
L’objectif de ce projet est de tester scientifiquement cette méthode au moyen d’une expérience en laboratoire portant sur la germination de graines de petits pois soumises à un stress hydrique. Nous reprendrons le protocole mis au point dans l’étude intitulée « Diffusions of Sound Frequencies Designed to Target Dehydrins Induce Hydric Stress Tolerance in Pisum sativum Seedlings », publiée dans la revue Heliyon (vol. 6, no 9, septembre 2020). Cette étude a été menée par Victor Prevost, ingénieur chez Genodics. Par ailleurs, nous souhaiterions également observer les dispositifs installés sur le terrain par l’entreprise Genodics, directement chez un agriculteur partenaire.
Ce projet s’inscrit dans une démarche interdisciplinaire, à la croisée de la biologie, de la physique et des sciences de l’environnement. Il vise à évaluer avec rigueur la théorie de la génodique, une approche encore marginale, mais porteuse d’innovations potentielles pour l’agriculture de demain.
2. # Protocole de mise en œuvre du projet
1. ## Protocoles
1. ### Protocole de plantation
1. Se laver les mains.
2. Préparer le matériel : vermiculite, bac de trempage, cadre de drainage, multi-plantoir, quatre quarts de godet et graines.
3. Peser les graines afin de constituer quatre groupes de 16 graines, pour une masse d’environ 4,23 g par groupe (soit environ 0,28 g par graine).
Noter dans le cahier la masse de chaque groupe, puis les classer du plus lourd au plus léger en leur attribuant les couleurs bleu, gris, rouge et orange.
Écarter les plus petites graines, jugées non significatives.
4. Remplir les bacs de vermiculite à ras bord, sans tasser, puis les peser.
5. Remplir le bac d’eau avec un volume précis permettant une immersion des godets jusqu’à la moitié de leur hauteur (4L ici). Vérifier si possible l’horizontalité à l’aide d’un niveau à bulle, afin de garantir une hauteur de colonne d’eau homogène.
6. Mettre les bacs à tremper dans l’eau, sur les cadres de drainage, pendant environ 45 secondes, pour un volume compris entre 825 et 875 mL d’eau par bac.
Secouer ensuite les bacs jusqu’à ce qu’aucune eau ne s’écoule. Cela correspond, dans nos conditions, à environ 850 mL d’eau par bac. Ajuster si nécessaire le niveau d’eau.
7. Noter la masse des bacs humides afin de déterminer la masse d’eau absorbée, par différence entre la masse humide et la masse sèche mesurée précédemment.
8. Se laver les mains avant de manipuler les graines, puis réaliser les trous à l’aide du multi-plantoir.
Les trous doivent avoir une profondeur correspondant à la moitié de la hauteur de vermiculite, soit environ 3 cm dans ce protocole.
9. Déposer les graines au fond des trous. Les enfoncer si nécessaire à l’aide d’une pince ou du dos d’un crayon propre.
10. Reboucher soigneusement les trous, de manière à éviter toute poche d’air, sans pour autant tasser la vermiculite.
11. Placer les bacs dans la chambre de culture, toujours dans le même ordre et centrés sur la grille.
12. Sécher et ranger le matériel, puis nettoyer la paillasse.
### Remarque : La hauteur de la colonne d’eau est un paramètre important, car elle influence la remontée de l’eau dans la vermiculite : plus cette hauteur est importante, plus l’eau atteint rapidement la surface.
2. ### Protocole de diffusion sonore
13. Renommer en son01.wav le fichier audio correspondant à la protéodie à diffuser une fois par jour pendant la semaine de germination.
14. Noter la taille du fichier en octets afin de pouvoir identifier, à la fin de l’expérience, s’il s’agit du fichier témoin, d’inhibition ou de stimulation.
15. Une fois le protocole de plantation terminé, brancher le haut-parleur et le chargeur au système de diffusion, puis insérer la carte SD dans le microcontrôleur.
16. Vérifier que le son nommé coucou.wav — ici un bruit d’oiseau — est bien lu, afin de s’assurer du bon fonctionnement du système de diffusion.
17. Refermer la chambre de culture. La protéodie sera diffusée cinq minutes après le son coucou, puis toutes les 24 heures.
3. ### Protocole de récolte
1. Prendre des photos des pousses avant toute manipulation.
2. Sortir les germes un par un.
3. Noter, pour chaque bac, le nombre de graines : pourries (P), non germées (NG), ayant germé mais n’ayant pas émergé de la vermiculite (A).
4. Si possible, aligner les germes sur une planche en respectant leur position d’origine ou leur ordre de sortie, par exemple du haut gauche vers le bas droit, puis prendre une photographie avec une règle visible.
Cela permettra d’observer si certaines zones présentent une meilleure croissance ou davantage de pourriture au fil des protocoles.
5. Mesurer, pour chaque germe : la longueur de la tige, la longueur de la racine étendue, la masse de la graine, à l’aide d’une balance de précision au centième de gramme au minimum.
Pour les mesures de longueur, arrondir au demi-centimètre et mesurer jusqu’au milieu de la graine.
6. Peser l’ensemble des germes, puis diviser la masse totale par leur nombre afin d’obtenir la masse moyenne.
7. Calculer les moyennes des différentes mesures et vérifier que la moyenne de la somme des masses individuelles est cohérente avec la masse totale mesurée à l’étape 6.
Remarque : pour les deux derniers protocoles, quelques germes représentatifs de la moyenne seront congelés en vue de futurs tests ELISA et Western blot.
4. ### Traitement des données
Les données seront saisies et traitées sous Excel.
L’analyse statistique reposera sur une ANOVA, afin de comparer les moyennes obtenues pour les différents protocoles (témoin, inhibition, stimulation), ainsi que leurs marges d’erreur. Cette analyse permettra d’évaluer si les résultats observés soutiennent ou non, dans le cadre de cette étude, l’hypothèse de la génodique.
3. # FabLab de Grigny et de la Sorbonne
1. ## Soudage
Le soudage du système de diffusion et du haut parleur ont été faits au FabricoLab de Grigny avec l'aide du FabManager Florian Becker. Florian a réalisé les 4 systèmes de diffusion pour les 4 petites chambres de culture qu'utilise l'entreprise Genodics dans son laboratoire expérimental à la MEN (maison des enfants et de la nature) de Grigny.
Concrètement, nous avons utilisé un post de soudure avec de l'étain pour souder les broches de fixation, pour accrocher le xiao esp32s3 à la plaque de cuivre, l'adaptateur jack à l'ampli I2S et les fils électriques au haut parleur (avec rallonges protégées par des manchons).
2. ## Code Arduino
Florian nous a également envoyé le code Arduino pour le microcontrôleur, joint dans les fichiers. Nous l'avons amélioré à l'aide de Chatgpt plus.
1. ### Fonctionnement général
Le microcontrôleur ESP32 agit comme un lecteur audio autonome. Lors du premier démarrage du boîtier, le haut-parleur dans la chambre de culture émet le son « coucou », un bruit d’oiseau permettant de vérifier que le système fonctionne correctement. Une fois ce son terminé, l’appareil se met en veille pour compléter une durée totale de 5 minutes (lecture comprise).
Au réveil suivant, et pour tous les cycles suivants, l’ESP32 lit le fichier « son01.wav », qui correspond à la protéodie. Une fois la lecture terminée, il se met en veille pour compléter un cycle total de 24 heures. Le dispositif se réveille ensuite automatiquement chaque jour pour rejouer cette protéodie de manière autonome.
2. ### Paramètres du code :
Le code définit d’abord les broches utilisées pour la communication avec la carte microSD (stockage des fichiers audio) ainsi que celles utilisées pour l’interface I2S qui envoie le signal audio vers l’amplificateur, lui-même connecté à un haut-parleur (environ 5 ohms).
Contrairement à la version précédente, le code n’utilise plus un compteur de démarrage (bootCount), mais une variable persistante en mémoire RTC (premierDemarrage). Cette variable permet de distinguer uniquement deux états :
- premier démarrage → lecture de « coucou.wav »
- démarrages suivants → lecture de « son01.wav »
Les durées de cycle (5 minutes et 24 heures) sont exprimées en secondes et utilisées pour programmer le temps de veille.
3. Gestion de la lecture audio et du temps
Lors de la lecture d’un fichier audio, le programme calcule sa durée en analysant l’en-tête du fichier WAV. Il mesure ensuite le temps écoulé depuis le début de la lecture pour déterminer quand le son est terminé.
Une fois la lecture terminée, le programme ajuste la durée de veille afin que la somme « temps de lecture + temps de veille » corresponde exactement à la durée cible (5 minutes ou 24 heures). Cela permet de conserver un rythme stable malgré la durée variable des fichiers audio.
Pendant toute la lecture, la fonction audio.loop() est appelée en continu. Elle assure l’envoi fluide des données audio vers l’amplificateur I2S, garantissant un son continu sans interruption.
4. Gestion de l’énergie
À la fin de chaque cycle, le microcontrôleur entre en « deep sleep » (veille profonde). Dans ce mode, la consommation électrique est très faible. L’ESP32 programme son propre réveil à l’aide d’un minuteur interne.
La fonction dédiée à la veille profonde ajuste automatiquement la durée de sommeil en fonction de la durée réelle du fichier audio et applique un léger facteur de correction pour compenser les dérives de l’horloge interne.
5. Résumé
Ce code Arduino, chargé sur l’ESP32 via USB, permet la lecture automatique de deux fichiers audio (« coucou.wav » et « son01.wav ») stockés sur une carte microSD. Le système joue un son de test au premier démarrage, puis une protéodie une fois par jour. L’amplificateur audio permet de restituer le son sur un haut-parleur, tandis que la gestion de la mémoire RTC et du deep sleep assure un fonctionnement autonome, économe en énergie et sans intervention humaine sur de longues durées.
3. ## Modèle 3D des Godets
Pour avoir nos propres godets sur-mesure et solidaires, nous avons choisi de les imprimer en 3D. Les dimensions d'une grille de la chambre de culture sont 55\*54\*7cm. Un pot plastique pour faire germer des graines est traditionnellement de taille 6\*6\*6 cm environ.
Les imprimantes 3D disponibles au FabLab prototypage sont des Raise3D Pro2 et des Prusa MK4S avec un plateau d’impression de taille 30\*30\*20cm. Nous choisissons d'utiliser les Prusa car elles sont plus rapides et bien plus fiables. Il faudra imprimer plusieurs morceaux de godets pour ne pas dépasser le plateau d'impression.
Pour répondre à ces différents critères de taille, le plus simple a été d’imprimer quatres morceaux cubiques de 4\*4 godets chacun. Un godet a pour dimensions 5\*5\*6cm avec des parois séparatrices de 1,2mm et un fond de 2,4mm d'épaisseur. Ces parois pleines sont suffisamment rigides pour résister aux contraintes exercées par la vermiculite humide.
Il y a donc au total 64 godets en réunissant les quatres quarts pour chaque semaine de germination.
Nous avons ajouté cinq petits trous au fond des godets pour mieux répartir l’humidité tout en permettant un apport maximum d'oxygène aux racines.
Pour le premier prototype nous avons renseigné nbX=1 et nbY=1 pour imprimer 1 godet test.
Les raccourcis F5 permettent de prévisualisation du modèle, F6 permet d'avoir le rendu avec calcul des arrondis et enfin F7 pour exprimer le code en format STL compatible avec un slicer.
4. ## Prusa slicer
Le modèle doit ensuite être envoyé dans le “slicer” compatible avec l’imprimante utilisée, “prusa slicer” pour les imprimantes Prusa. Le “slicer” permet de transformer un modèle 3D en code fichier .bgcode ou .gcode pour l’imprimante. Ce logiciel permet de spécifier tous les réglages que l'imprimante doit utiliser lors de l'impression.
De ce que nous avons compris :
sachant que la buse de l'imprimante fait 0,4 mm il faut renseigner 3 dans “périmètres” pour que les parois de 1,2mm soient pleines. L'imprimante passera 3 largeur de buse.
Pour le fond de 2,4 mm avec 3 périmètres il reste 1 mm vide qui est comblé par le “remplissage” choisi a 20% et en mode “Gyroid” qui crée des nervures aléatoires pour solidifier sans combler totalement le vide.
Vient ensuite le choix crucial des vitesses d'impression. Il faut choisir le bon compromis entre une impression rapide, solide, nette et sans effondrement selon l'objet imprimé et les caractéristiques de l'imprimante. La Prusa est optimisée pour être précise malgré les vibrations engendrées par la vitesse. Nous avons donc choisi ???
100 périmètres, 80 périmètres externes …
Nous avons aussi diminué l'accélération de déplacement de 4000 à 1000mm/s^2 pour ne pas provoquer trop de vibrations lorsque le plateau bouge
Enfin le troisième type de réglage important est la température d'impression qui dépend surtout du type de filaments utilisé. Le filament basique est le PLA, bioplastique issu d'amidon de maïs ou de canne à sucre. Il est poreux et rigide, parfois cassant et déformable au-dessus de 50 degrés celsius. Il y a ensuite le PLA+ plus solide et étanche grâce à des additifs (élastomères ou minéraux) c'est celui ci que nous avons choisi pour maximiser les chances de réussite de l'impression.
Il faut vérifier que les paramètres de température par défaut sont bien à 60 degrés pour le plateau et 220 degrés pour la base afin que le PLA+ ne soit ni trop solide ni trop liquide lors de l'impression et qu'il ne crée pas trop de tension quand il refroidit..
5. ## Impressions 3D
Pour débuter l'impression, il faut exporter le modèle avec ses paramètres d'impression au format bgcode puis mettre le fichier dans une clé USB et la brancher à l'imprimante.
Enfin, il faut lancer le préchauffage de l'imprimante puis sélectionner le bgcode de la clé avec la molette ou l'écran tactile.
Pour un tel objet d'une durée d'impression autour de 20 heures, il est nécessaire de contrôler la première heure d'impression pour s'assurer que les couches de la base soient bien imprimées et collées au plateau sinon la suite de l'impression sera forcément un échec.
La moitié du temps correspond au remplissage des parois externes pleines. Chaque quart consomme autour de 250g de PLA+