Fablab prototypage : 

1. Broyer les bouteilles en PEBD 

Fablab de biologie/chimie:

2. Nettoyer les béchers/erlenmeyers/cristallisoirs à l'éthanol

3. Faire des copeaux de cire d'abeille à l'aide d'un économe/scalpel

4. Émietter le PS en petits morceaux

5. Avant toutes préparations, peser les récipients, le PEBD, le PS, les copeaux de cire, et les larves à l'aide d'une balance de pesée 

6. Mises en places des tests/témoins* : 

• Témoin: Bécher de 500 ml + 10.85 g de cire + 43 larves Gm (18.855 g) 
• Test 1: Bécher de 250 ml (90,5968g) + 10.85 g de cire + 34 larves Gm (15.9 g) + 0.7 g de PS
• Test 2: Bécher de 250 ml (118,57g) + 10.85 g de cire + 36 larves Gm (15.5419 g) + 10.8 g de PEBD (broyé)
• Test 3: Erlenmeyer de 250 ml (134,4g) + 36 larves Gm (16.05g)  + 17.15 g de PEBD (broyé)
• Test 4: Erlenmeyer de 250 ml (134,6g) + 44 larves Gm (20,27g)  + 1 g de PS
• Test 5: Cristallisoir de 795 g + 29 larves Gm (14.6296 g) + 2,6301 g de PEBD (film alimentaire). Le cristallisoir est recouvert par son couvercle en verre.
• Test 6: Cristallisoir de 991.84 g + 10.88 g de cire + 38 larve Gm (18.1318 g) + 2.7634 g de PEBD (film alimentaire). Le cristallisoir est recouvert par son couvercle en verre.
• Test 7: Bécher de 800 ml (243.38 g) + 38 larves Gm (18.547 g) + 1.0735 g de PS

7.  Mettre les tests/témoin dans une grosse boîte en plastique que l'on mettra dans une salle close, sans lumière, à 22-23°C.

* récipients couverts avec du papier aluminium rempli de petits trous 

Matériel nécessaire à la réalisation de nos expériences:

• Fablab de Biologie: 350 larves Gm vivantes, bloc de cire d'abeille, 1 bécher de 500 ml, 2 béchers de 250 ml, 2 erlenmeyers de 250 ml, 2 cristallisoirs, papier aluminium alimentaire, une Brucelles en plastique, plaque de polystyrène, 2 bouteilles en PEBD, thermomètre mercure, scalpel, économe 
• Fablab de Chimie: Accessoire ATR diamant, éthanol de nettoyage
• Fablab prototypage: broyeuse

• 23/03/2023, 12h, 23°C: mise en place du témoin et des tests 1 et 2 ( arrivée des larves depuis 2j (au frais))
• 27/03/2023, 14h50, 22°C: mise en place des tests 3 et 4 (arrivée jour même)
• 07/04/2023, 12h, 24°C: mise en place du test 5 (arrivée des larves la veille (au frais))
  
• 11/04/2023, 15h15, 23°C: mise en place des tests 6 et 7 (arrivée des larves le 6/04/23 (au frais))

03/05/2023 - 05/04/2023: diminution forte de la cire

* présence de soie

• Cire + plastique (PS/PEBD) : % de larves mortes proches --> car larves on plus mangé la cire que le plastique 
• Plus de larves mortes en présence de PS seul
  

• Comparaison du spectre IR du PEBD avec les deux spectres des "Larves test 2" et celui des "Larves test 3": Nous pouvons observer que les pics caractéristiques du PEBD ne sont pas présents sur les spectres des larves, dont les tests sont composés de PEBD. Pour illustrer ce propos, nous pouvons relever que les 2 pics de forte intensité à 2800 cm^-1 et 2900 cm^-1 présent sur le spectre IR du PEBD, ne sont pas observable sur sur les spectre du test 2 et 3. 
• Comparaison du spectre IR du PS avec les deux spectres des "Larves test 1" et celui des "Larves test 4": Même observation que celle pour le PEBD: nous n'observons pas de pics caractéristiques du PS sur les spectres des larves.
• Comparaison du spectre IR des "Larves du témoin" avec tous les autres spectres des larves: Les spectres des larves sont tous similaires malgré leurs conditions différentes. 
  
• Comparaison du spectre des plastiques de départ (PEBD, PS, film plastique) avec les plastiques de fin d’expérience: Ce sont les mêmes.

• Amidon soluble de PROLABO 
• Peaux d'orange, de clémentine et de banane

• Balance et Coupelle pour peser
  

• Mélangeur domestique (Blender)

• Bain Marie + spatule pour mélanger (→ Eau à 50°C)
  

• Eprouvette graduée de 50 mL

• Bécher de 100/250 mL

• Pipette jaugée de 20 mL 

• Filtre à café

• Entonnoir (pour solide et liquide)

• Pipettes Pasteur

• pH mètre (papier pH)

• Centrifugeuse

• Bidon de récupération pour métaux lourd
  

• Cuve en qwartz pour la caractérisation

• Mortier et pilon
• Pissette d'eau distilée

Spectroscopie UV visible
Spectroscopie FTIR-ATR

≈ 2h au Fablab
Tout d'abord, nous avons séché nos peaux d'orange/clémentine et banane grâce au dessiccateur. On les a laissé plusieurs jours au dessiccateur.

On a préparé la solution d'amidon 5% qui nous est nécessaire, avec 5g d'amidon soluble et 100 mL d'eau.

De plus, on a préparé notre solution aqueuse de KOH avec 11,2g de KOH solide (56,11g/mol) pour 100 mL d'eau.

≈ 5h au Fablab 
Des substances macromoléculaires se sont formées dans notre solution d'amidon, on doit donc refaire celle-ci à chaque fois qu'on va l'utiliser. Pour cela, on va préparer 7,5 mL de solution d'amidon en utilisant 0,375 g d'amidon soluble solide avec 7,5 g d'eau. 

On a réussi à broyer nos peaux d'orange, de clémentine et de banane avec un mixeur. On a obtenu un solide hétérogène (avec gros grains et petits grains) pour la clémentine et l'orange, quant à la banane, on a continué au mortier et pilon pour avoir des grains encore plus fins.

On a tout d'abord commencer avec les peaux d'orange.
Pour cela, on en a prélevé 0,2g et on les a remué pendant 20 mins dans un bain d'eau à 50°C avec 50 mL d'eau distillée pour ensuite les laisser refroidir à T°_amb. L'extrait aqueux est filtré à l'aide d'un filtre à café. Nous avons mesuré les valeurs d'absorbance pour cet extrait.

Dans un nouveau bécher, 6 mL de solution aqueuse ont été prélevée puis 7,5 mL de solution d'amidon 5% y ont été ajoutés. Une nouvelle mesure d'absorbance a été faite. 
On rajoute 20mL de AgNo3 dans le mélange puis on procède une autre mesure d'absorbance.
Ces mesures représentent les zéros de nos expériences. 

Le pH de notre solution de départ est de 5-6.

Par la suite, on a décidé après de mesurer la valeur d'absorbance après chaque ajout de KOH (0,5 à 1 mL à chaque fois) jusqu'à atteindre pH = 14. La mesure s'est faite à l'aide de papier pH qui malheureusement ne fut pas très précis.

Suivi de KOH ajouté:
- 1 mL de KOH → pH ≈ 10
- 1,5 mL de KOH → pH ≈ 11
- 2 mL de KOH → pH ≈ 11-12
- 3 mL de KOH → pH ≈ 12
- 4 mL de KOH → pH ≈ 13
- 5 mL de KOH → pH ≈ 14

Une solution noire / marron est obtenue après le premier ajout de KOH - on a bien la synthèse des AgNPs !

Après un premier passage à la centrifugeuse à 6000 rtm pendant 15 mins à 25 °C, le surnageant obtenue est de couleur jaune, le culot est de couleur noire - ce sont nos AgNPs. On avait 3 tubes de centrifugation de 15 mL où 9,3 mL de solution se trouvaient dans chaque tube. Pour bien équilibrer dans la centrifugeuse, on a ajouté un quatrième tube de centrifugation avec 9,3 mL d'eau.

On a alors éliminé le surnageant (que l'on a tout de même gardé de côté). On doit ensuite laver avec de l'eau dans chacun de nos tubes contenant les culots. C'est ainsi que l'on ajoute 9,5 mL d'eau distillée dans chaque tube. 

Pour la prochaine fois, il faut faire une nouvelle centrifugation avec les mêmes paramètres que précédemment sans oublier de bien agiter les tubes avant de démarrer (ne rien ajouter dans les tubes, ils sont prêts pour la centrifugeuse). Et enfin, ce lavage à l'eau, réaliser un lavage à l'acétone en procédant de la même façon.

≈ 2h au Fablab
On a commencé par lancer la centrifugation à 6000 rtm pendant 15 mins à 25 °C, ce qui a permis de faire le lavage à l'eau de nos particules. Puis, on a enlevé le surnageant et réaliser le lavage à l'acétone. On laisse sécher à T°amb.

On a réalisé les spectres InfraRouge des différents peaux de fruits que nous avons grâce à la spectrométrie FTIR-ATR.
(Fichier Administrateur 02 (IR) → peau de banane )

En parallèle, on a débuté ce même protocole pour la peau de clémentine et de banane. Ainsi, on a prélever 0,2 g de chaque que l'on a remué pendant 20 mins dans un bain d'eau à 50°C avec 50 mL d'eau distillée pour les laisser refroidir à T°_amb. Pour la clémentine, l'extrait aqueux est filtré à l'aide d'un filtre à café. Pour la banane, nous avons gardé notre extrait aqueux avec les grains de peaux de banane. Nous avons mesuré les valeurs d'absorbance pour ces deux extraits. 

Aujourd'hui, nous avons débuté par la clémentine. 7,5 mL de solution d'amidon 5% sont ajoutés à notre extrait de aqueux. On a ajouté les 20 mL de AgNO₃ et on a procédé aux mesures d'absorbance. ET C'EST À PARTIR DE LÀ QU'ON REMARQUE QUE L'ON A OUBLIÉ DE PRÉLEVER LES 6 ML D'EXTRAIT AQUEUX... On doit alors tout refaire mais la prochaine fois...

Note pour plus tard : ne pas oublier de prélever seulement 6 mL d'extrait aqueux pour la caractérisation. Ne pas prendre tout l'extrait !

On a alors débuté la mesure de l'absorbance de la banane avec 6 mL d'extrait, où l'on a ajouté les 20 mL de AgNO3. On a réalisé une mesure d'absorbance. Par manque de temps, on a laissé notre solution dans un récipient sombre que l’on a mis au placard.

Pour la prochaine fois, refaire la solution aqueuse de peau de clémentine. Prévoir le chauffage (de 20 mins à 50°C), les 7,5 mL de solution d'amidon et les 20 mL de AgNO3.
Si on est à plusieurs, en parallèle du chauffage de 20 mins, faire les mesures d'absorbance ET de pH pour les peaux de banane.
Pour faire la caractérisation de la clémentine, ne pas oublier de ne prélever QUE 6 mL d'extrait aqueux.

≈2h

On a commencé par prélever 0.2g de clémentine que l’on a versé dans un bécher contenant 50mL d’eau distillée. Après 20 mins de chauffage à 50°C, on a laissé refroidir et filtré avec un filtre à café.

On a préparé une solution d’amidon, avec 0.382g d’amidon soluble et 7.5mL d’eau distillée.

On a souhaité faire l’ATR de nos nanoparticules d’argent à partir de l'extrait de peau d'orange qu'on avait laissé sécher depuis la séance précédente. Cependant, dans nos tubes, on avait vraiment eu peu de produits, lors de notre analyse en IR, il n'y avait pas assez de nanoparticules pour recouvrir le diamant du spectromètre IR. Ainsi, on peut tout de même conclure que la synthèse a marché grâce à notre caractérisation par UV. Mais nous n'avons aucune certitude sur la 'véracité' de notre produit qu'on a formé, pour cela une caractérisation sous rayon X serait pertinente pour pouvoir comparer nos résultats avec ceux présentés sur l'article. En effet, on ne peut déterminer si ce produit correspond bel et bien à nos nanoparticules d'argent qu'on souhaitait synthétiser qu'avec une caractérisation UV, puisque la couleur observée peut être également due à la présence de d'autres éléments.

De plus, on a souhaité faire les mesures d’absorbance pour les peaux de banane. Cependant, notre solution est devenue noire, sûrement dû à une réaction d’oxydation depuis la dernière séance (temps de réaction trop long - presque 2 semaines). Ainsi, on n’a pas pu réaliser nos mesures car on s'attendait à obtenir une solution jaune après ajout de AgNO₃, comme présenté dans l'article.

Pour finir, on a alors prélevé 6mL d’extrait de clémentine, où on ajoute la solution d’amidon, les 20 mL d’AgNO3 pour réaliser nos mesures d’absorbance ( clémentine seule, clémentine-amidon, clémentine-amidon-AgNO₃,...)

Ecrire le suivi du KOH : 

- 1 mL de KOH → pH ≈ 9
- 2 mL de KOH → pH ≈ 10
- 3 mL de KOH → pH ≈ 10
- 4 mL de KOH → pH ≈ 12

Pour la prochaine fois, faire les centrifugations, les différents lavages pour la clémentine. Peut-être recommencer l'expérience de la banane en fonction du temps restant. 

Pour la solution de clémentine, on a préparé 3 tubes de centrifugation de 15mL -> 18,48g dans chaque tube.
Equilibration avec de l'eau dans un quatrième tube. On peut alors procéder aux différentes étapes de lavage.

Notre surnageant est noir. On a ensuite réalisé un lavage à l'eau avec un nouveau programme : 10 000 rtm pendant 15min à 20°C. Le surnageant est de couleur roux. On lave à présent à l'acétone. On a souhaité relaver à l'acétone pour avoir un meilleur lavage.

En parallèle, on a retenté notre caractérisation UV avec la peau de banane en utilisant 6mL d'extrait de peau de banane, 20 mL d'AgNO3, et du KOH.

Le pH initial était de 5. 
Suivi du KOH : 
- 1 mL de KOH → pH ≈ 14
On a alors arrêté l'expérience, notre pH était déjà trop basique. On a supposé que le KOH était trop concentré. La couleur initialement jaune de notre extrait de banane avec l'AgNO3 est devenue noire après ajout de KOH. 

On passe ainsi notre solution à la centrifugeuse pour 10 000 rtm pendant 15 mins à 20°C . Puis on réalise un lavage à l'eau de nos tubes pour la banane.

On a changé nos paramètres car nos nanoparticules sont trop légères, nécessitant ainsi plus de puissance pour centrifuger. De plus, on a perdu beaucoup de produit car nos surnageants étaient foncés.

On a finalement préparer des boites de pétri pour l'extrait de clémentine. Permettant le séchage de nos particules sous la hotte.

A faire prochainement, la centrifugation avec l'acétone pour la banane puis boite de pétri pour banane. Les tubes sont laissés dépourvu d'acétone sur notre paillasse. Faudra ajouter acétone. 

On a commencé par ajouter de l'acétone dans nos tubes de centrifugation. (masse de nos tubes ≈ 18.17g). On laisse centrifuger à 10 000 rtm pendant 15 mins à 20°C. 

Pendant la centrifugation, on réalise l'infrarouge ATR de notre produit de clémentine. 

Prélèvement des mesures UV, au bout de 2 mL de KOH (2M), la solution a atteint un pH de 14. 

On a introduit le mélange dans 3 tubes pour centrifuger à 15000 rpm pendant 15min à température ambiante. Ensuite on a utilisé le même programme pour procéder aux lavages à l'eau et l'acétone. Ne pas oublier de secouer à chaque lavage et s'assurer que les tubes font chacun le même poids. 

Laisser sécher à T°ambiante dans une boite de pétri sous hotte et caractérisation ensuite par FTIR ATR.

(1) Konwarh, R.; Gogoi, B.; Philip, R.; Laskar, M. A.; Karak, N. Biomimetic Preparation of Polymer-Supported Free Radical Scavenging, Cytocompatible and Antimicrobial “Green” Silver Nanoparticles Using Aqueous Extract of Citrus Sinensis Peel. Colloids Surf. B Biointerfaces 2011, 84 (2), 338–345. https://doi.org/10.1016/j.colsurfb.2011.01.024.

(2) Paiva-Santos, A. C.; Herdade, A. M.; Guerra, C.; Peixoto, D.; Pereira-Silva, M.; Zeinali, M.; Mascarenhas-Melo, F.; Paranhos, A.; Veiga, F. Plant-Mediated Green Synthesis of Metal-Based Nanoparticles for Dermopharmaceutical and Cosmetic Applications. Int. J. Pharm. 2021, 597, 120311. https://doi.org/10.1016/j.ijpharm.2021.120311.

(3) Ecocentric. Radicaux libres, vieillissement de la peau & cosmétique. Ecocentric. http://www.ecocentric.fr/blog/index/billet/13505_radicaux-libres-antioxydants-cosmetique (accessed 2023-04-10).

(4) Silver turns bacteria into deadly zombies. https://www.science.org/content/article/silver-turns-bacteria-deadly-zombies (accessed 2023-04-10). (5) Exposition aux nanoparticules d’argent : mise à jour des connaissances. Anses - Agence nationale de sécurité sanitaire de l’alimentation, de l’environnement et du travail. https://www.anses.fr/fr/content/exposition-aux-nanoparticules-d%E2%80%99argent-mise-%C3%A0-jour-des-connaissances (accessed 2023-04-07).

(5) Exposition aux nanoparticules d’argent : mise à jour des connaissances. Anses - Agence nationale de sécurité sanitaire de l’alimentation, de l’environnement et du travail. https://www.anses.fr/fr/content/exposition-aux-nanoparticules-d%E2%80%99argent-mise-%C3%A0-jour-des-connaissances (accessed 2023-04-07).

https://doi.org/10.1016/j.colsurfb.2011.01.024

https://doi.org/10.1016/j.colsurfa.2010.07.024