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Label vert: La larve mangeuse de plastique

Nom : LE TOQUIN Juliette, SOUFIANI Noha, BOUATIR Fatima Ezzahraa, FERNANDES PEREIRA Alizée

Projet : La larve Galleria Mellonella mangeuse de plastique (PS/PEBD) 

Cadre: UE Label Vert 2 (2022/2023)


Introduction:

Le plastique est une matiĂšre qui pollue Ă©normĂ©ment et elle se retrouve bien trop souvent dans l’environnement.  Le problĂšme qui se pose est la dĂ©gradation totale ou partielle du plastique. On souhaite donc au travers de notre projet prĂ©senter une nouvelle mĂ©thode de dĂ©gradation du plastique qui est encore en cours de dĂ©veloppement. En effet, des recherches rĂ©centes ont essayĂ© de dĂ©terminer la capacitĂ© de certaines larves Ă  dĂ©grader le plastique. 


Objectif : Notre projet a pour but d’étudier l’efficacitĂ© de l'une des larves Ă©tudiĂ©es, la larve Galleria Mellonella, Ă  dĂ©grader le plastique et de pouvoir comparer les diffĂ©rents rĂ©sultats. Dans notre cas, nous prendrons deux types de plastiques diffĂ©rents: du polyĂ©thylĂšne basse densitĂ© (PEBD) et du polystyrĂšne (PS). En effet, nous cherchons donc Ă  mettre en confrontation nos diffĂ©rentes expĂ©riences.


Galleria mellonella (Gm) est une espĂšce de Lepidoptera dans la famille Pyralidae. NommĂ©e teigne de ruche, c'est une larve que l'on utilise principalement pour la pĂȘche. Son cycle de dĂ©veloppement varie de 4 semaines Ă  6 mois selon les conditions et comprend 4 phases (Ɠuf, larve, nymphe et adulte). C'est dans les alentours de mars qu'elle se dĂ©veloppe et atteint son pic autour d’aoĂ»t. Dans le cadre de ce projet, nous allons nous intĂ©resser seulement Ă  son stade de larve.


Expérimentation/Manipulation:


I/ Protocole expérimental: Préparation des tests + témoin

Fablab prototypage : 

1. Broyer les bouteilles en PEBD 

Fablab de biologie/chimie:

2. Nettoyer les béchers/erlenmeyers/cristallisoirs à l'éthanol

3. Faire des copeaux de cire d'abeille à l'aide d'un économe/scalpel

4. Émietter le PS en petits morceaux

5. Avant toutes préparations, peser les récipients, le PEBD, le PS, les copeaux de cire, et les larves à l'aide d'une balance de pesée 

6. Mises en places des tests/témoins* : 

7.  Mettre les tests/témoin dans une grosse boßte en plastique que l'on mettra dans une salle close, sans lumiÚre, à 22-23°C.

* récipients couverts avec du papier aluminium rempli de petits trous 


Matériel nécessaire à la réalisation de nos expériences:

II/ Observations : DĂ©but & fin d’expĂ©riences
Dates, T(°C),  Témoin

Test 1

Test 2 Test 3 Test 4 Test 5
Test 6
Test 7

27/03/2023, 14h40, 22°C

8 mortes 8 mortes 10 mortes  X X X X X

29/03/2023, 16h21, 23°C

6 mortes 1 morte 4 mortes 12 mortes 9 mortes X X X

31/03/2023, 9h57,

23°C

4 mortes* 5 mortes 1 morte*

8 mortes* + perte de PE

13 mortes* X X X

03/04/2023, 11h17,

22°C

2 mortes *


0 morte


5 mortes *


5 mortes 10 mortes X X X
05/04/2023, 11h, 22.5°C

0 morte *


0 morte *


0 morte *


0 mortes 6 mortes X X X

07/04/2023, 12h,

24°C

0 morte

2 mortes

0 morte

1 morte
0 morte
X X X

11/04/2023, 13h53,

23°C

1 morte

0 morte

0 morte *

1 morte 1 morte 2 mortes X X

13/04/2023, 10h30,

23°C

0 morte

0 morte

0 morte

0 morte 0 morte 1 morte 1 morte 1 morte  (+1 cocon)

14/04/2023,

14h,

22,5°C

0 morte

0 morte

1 morte

0 morte 1 morte 1 morte 0 morte 5 mortes

18/04/2023, 13h20,

23,5°C

1 morte

1 morte

1 morte

4 mortes
1 morte
1 morte
1 morte
8 mortes

03/05/2023 - 05/04/2023: diminution forte de la cire

* présence de soie


III/ RĂ©sultats fin d’expĂ©rience


Témoin
Test 1 Test 2 Test 3 Test 4 Test 5 Test 6 Test 7
Durée  3 semaines et 1 jour
3 semaines et 1 jour 3 semaines et 1 jour 2 semaines et 6 jours
2 semaines et 6 jours 1 semaine
5 jours
5 jours
Début 43 larves Gm : 18.855 g 34 larves Gm: 15.9 g 36 larves Gm :  15.5419 g
36 larves Gm : 16.05 g 44 larves Gm : 20,27 g
29 larves Gm : 14.6296 g
38 larve Gm : 18.1318 g
38 larves Gm : 18.547 g
Fin

20 larves vivantes : 6.4352g

et un cocon

17 larves vivantes: 6.1753g

14 larves vivantes: 4.7291g

et un cocon

5 larves vivantes: 1,712g

2 vivantes: 0.7676g

et un cocon

23 vivantes: 10.462g

et un cocon

35 vivantes: 14.966g

et un cocon 

23 larves vivantes: 9.647g

et un cocon

Total de larve(s) morte(s)

23 mortes (12.4498g)

17 mortes (9.7247g)

22 mortes (10.8128g)

31 mortes (14.338g)

42 mortes (19.5024g)

6 mortes (4.1676g)

3 mortes (3.1658g)

15 mortes (8.9g)

Photos expériences
Témoin + Test 1 + Test 2 IMG-20230426-WA0009.jpg
Test 3

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Test 4

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Test 5

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Test 6

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Test 7

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Témoin + Test 1 à 7

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IV/ Analyses expérimentales
Analyse Statistique & Biologique

Témoin
Test 1 Test 2 Test 3 Test 4 Test 5 Test 6 Test 7
% en masse de larve Gm morte 66.03 % 61.16 % 69.57 % 89.33 % 96.21% 28.49 %  17.46 % 47.99 %
  • Forte diminution de cire dans les test 1 & test 2 Ă  contrario de la quantitĂ© des plastiques (PS, PEBD broyĂ©, PEBD film)
  • 18/04/2023: Larves trĂšs actives dans les test 5 & test 7
Analyse IR en ATR
Nom du plastique  PEBD PS
Pics Caractéristiques 

Alcane

  • Elongation C-H:  2850-3000 cm-1 (forte intensitĂ©)
  • DĂ©formation C-H: 1350-1480 cm-1 (moyenne intensitĂ©)

Alcane (voir Ă  gauche)

Aromatique

  • Elongation C-H: 3000-3100 cm-1 (moyenne intensitĂ©)
  • DĂ©formation C-H: 680-900 cm-1 (forte intensitĂ©)
  • Elongation C=C:  1500-1650 cm-1 (forte intensitĂ©)
Spectres IR (31/03/2023)

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Spectres IR (18/04/2023)

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EXPLOITATION DES RESULTATS


Statistique & Biologique
IR en ATR

CONCLUSION


Notre expĂ©rience a permis l’étude et l’observation du dĂ©veloppement des larves Galleria Mellonella. Celles exposĂ©es uniquement aux plastiques s’en sont nourries et semblent anormalement plus grandes et grosses que celles se nourrissant aussi de cires. La spectroscopie IR en ATR ne prĂ©sente pas de rĂ©sultats concluants, car elle ne permet pas de obtenir une analyse de caractĂ©risation assez prĂ©cise.  La prĂ©sence de rĂ©sidus de PS et PEBD nous est donc indiscernable.

Les rĂ©sultats observĂ©s peuvent avoir Ă©tĂ© causĂ© par de nombreux paramĂštres que nous avons du changer comparer Ă  ceux Ă©tablit dans les articles de rĂ©fĂ©rences. Ainsi nous avons utilisĂ© des plastiques (PEBD et PS) non stĂ©rilisĂ©s, effectuer des analyses IR en ATR, effectuer nos tests dans des bĂ©chers/erlenmeyers/cristallisoirs. Or eux, dans leurs cas, le plastiques avaient Ă©tĂ© stĂ©rilisĂ©s avant son introduction dans les tests Ă  partir d’éthanol, ils ont caractĂ©risĂ© leurs Ă©lĂ©ments Ă  travers des analyses plus prĂ©cisent de l'ATR: FTIR, GC-MS ou l'imagerie hyperspectral. 


BIBLIOGRAPHIE 


SynthĂšse de nanoparticules d'argent Ă  partir de peaux de fruits (gr 5)


Informations

Contexte

Les nanoparticules d'argent (AgNPs) sont dĂ©jĂ  utilisĂ©s dans certains de nos produits cosmĂ©tiques comme les sprays dĂ©sinfectants, et sont particuliĂšrement intĂ©ressantes pour leurs propriĂ©tĂ©s antibactĂ©riennes et antifongiquesÂč. En revanche, les phytonanoparticules d’argent issues d’une synthĂšse verte Ă  partir de dĂ©chets alimentaires procurent Ă  ces particules des effets supplĂ©mentaires tels qu’un fort pouvoir rĂ©ducteur pour lutter contre le stress oxydant dĂ» Ă  un excĂšs d'espĂšces rĂ©actives Ă  l'oxygĂšneÂČ. En effet, cela peut causer des maladies comme le cancer mais est aussi Ă  l'origine du vieillissement cutanĂ© car les radicaux libres dĂ©gradent le collagĂšne et font apparaĂźtre ce qu'on appelle des ridesÂł. Les AgNPs ont la particularitĂ© de percer la membrane bactĂ©rienne et de s'infiltrer pour se fixer sur les composants cellulaires internes essentiels leur empĂȘchant ainsi la prolifĂ©ration de la colonie bactĂ©rienne. Une bactĂ©rie anĂ©antie par l'argent est capable de condamner des bactĂ©ries vivantes atteignant Ă  une mortalitĂ© jusuq'Ă  99,99% qu'on appelle "l'apocalypse zombie" induit par l'effet de l'argent⁎.

Objectifs

On souhaite alors, dans notre expérience, synthétiser des nanoparticules d'argents à partir de peaux de fruits. Pour cela, on s'est basée sur un protocole retrouvé sur des articles scientifiques. On va prendre des peaux de fruits de banane et d'agrumes, ici l'orange et la clémentine. On va caractériser nos produits de synthÚse par spectroscopie UV-visible et par infrarouge. 

Protocole 

// Précaution à prendre ! //

AgNO3 0,01 M : corrosif, lésions occulaires
KOH : corrosif

Matériel
Machines utilisées

Spectroscopie UV visible
Spectroscopie FTIR-ATR


Journal de bord

Vendredi 24 février 2023

≈ 2h au Fablab
Tout d'abord, nous avons séché nos peaux d'orange/clémentine et banane grùce au dessiccateur. On les a laissé plusieurs jours au dessiccateur.

On a préparé la solution d'amidon 5% qui nous est nécessaire, avec 5g d'amidon soluble et 100 mL d'eau.

De plus, on a préparé notre solution aqueuse de KOH avec 11,2g de KOH solide (56,11g/mol) pour 100 mL d'eau.

Lundi 6 mars 2023

≈ 5h au Fablab 
Des substances macromoléculaires se sont formées dans notre solution d'amidon, on doit donc refaire celle-ci à chaque fois qu'on va l'utiliser. Pour cela, on va préparer 7,5 mL de solution d'amidon en utilisant 0,375 g d'amidon soluble solide avec 7,5 g d'eau. 

On a réussi à broyer nos peaux d'orange, de clémentine et de banane avec un mixeur. On a obtenu un solide hétérogÚne (avec gros grains et petits grains) pour la clémentine et l'orange, quant à la banane, on a continué au mortier et pilon pour avoir des grains encore plus fins.

On a tout d'abord commencer avec les peaux d'orange.
Pour cela, on en a prélevé 0,2g et on les a remué pendant 20 mins dans un bain d'eau à 50°C avec 50 mL d'eau distillée pour ensuite les laisser refroidir à T°amb. L'extrait aqueux est filtré à l'aide d'un filtre à café. Nous avons mesuré les valeurs d'absorbance pour cet extrait.

Dans un nouveau bécher, 6 mL de solution aqueuse ont été prélevée puis 7,5 mL de solution d'amidon 5% y ont été ajoutés. Une nouvelle mesure d'absorbance a été faite. 
On rajoute 20mL de AgNo3 dans le mélange puis on procÚde une autre mesure d'absorbance.
Ces mesures représentent les zéros de nos expériences. 

Le pH de notre solution de départ est de 5-6.

Par la suite, on a décidé aprÚs de mesurer la valeur d'absorbance aprÚs chaque ajout de KOH (0,5 à 1 mL à chaque fois) jusqu'à atteindre pH = 14. La mesure s'est faite à l'aide de papier pH qui malheureusement ne fut pas trÚs précis.

Suivi de KOH ajouté:
- 1 mL de KOH → pH ≈ 10
- 1,5 mL de KOH → pH ≈ 11
- 2 mL de KOH → pH ≈ 11-12
- 3 mL de KOH → pH ≈ 12
- 4 mL de KOH → pH ≈ 13
- 5 mL de KOH → pH ≈ 14

Une solution noire / marron est obtenue aprĂšs le premier ajout de KOH - on a bien la synthĂšse des AgNPs !

AprĂšs un premier passage Ă  la centrifugeuse Ă  6000 rtm pendant 15 mins Ă  25 °C, le surnageant obtenue est de couleur jaune, le culot est de couleur noire - ce sont nos AgNPs. On avait 3 tubes de centrifugation de 15 mL oĂč 9,3 mL de solution se trouvaient dans chaque tube. Pour bien Ă©quilibrer dans la centrifugeuse, on a ajoutĂ© un quatriĂšme tube de centrifugation avec 9,3 mL d'eau.

On a alors Ă©liminĂ© le surnageant (que l'on a tout de mĂȘme gardĂ© de cĂŽtĂ©). On doit ensuite laver avec de l'eau dans chacun de nos tubes contenant les culots. C'est ainsi que l'on ajoute 9,5 mL d'eau distillĂ©e dans chaque tube. 

Pour la prochaine fois, il faut faire une nouvelle centrifugation avec les mĂȘmes paramĂštres que prĂ©cĂ©demment sans oublier de bien agiter les tubes avant de dĂ©marrer (ne rien ajouter dans les tubes, ils sont prĂȘts pour la centrifugeuse). Et enfin, ce lavage Ă  l'eau, rĂ©aliser un lavage Ă  l'acĂ©tone en procĂ©dant de la mĂȘme façon.

Vendredi 10 mars 2023

≈ 2h au Fablab
On a commencé par lancer la centrifugation à 6000 rtm pendant 15 mins à 25 °C, ce qui a permis de faire le lavage à l'eau de nos particules. Puis, on a enlevé le surnageant et réaliser le lavage à l'acétone. On laisse sécher à T°amb.

On a réalisé les spectres InfraRouge des différents peaux de fruits que nous avons grùce à la spectrométrie FTIR-ATR.
(Fichier Administrateur 02 (IR) → peau de banane )

En parallĂšle, on a dĂ©butĂ© ce mĂȘme protocole pour la peau de clĂ©mentine et de banane. Ainsi, on a prĂ©lever 0,2 g de chaque que l'on a remuĂ© pendant 20 mins dans un bain d'eau Ă  50°C avec 50 mL d'eau distillĂ©e pour les laisser refroidir Ă  T°amb. Pour la clĂ©mentine, l'extrait aqueux est filtrĂ© Ă  l'aide d'un filtre Ă  cafĂ©. Pour la banane, nous avons gardĂ© notre extrait aqueux avec les grains de peaux de banane. Nous avons mesurĂ© les valeurs d'absorbance pour ces deux extraits. 

Aujourd'hui, nous avons dĂ©butĂ© par la clĂ©mentine. 7,5 mL de solution d'amidon 5% sont ajoutĂ©s Ă  notre extrait de aqueux. On a ajoutĂ© les 20 mL de AgNO3 et on a procĂ©dĂ© aux mesures d'absorbance. ET C'EST À PARTIR DE LÀ QU'ON REMARQUE QUE L'ON A OUBLIÉ DE PRÉLEVER LES 6 ML D'EXTRAIT AQUEUX... On doit alors tout refaire mais la prochaine fois...

Note pour plus tard : ne pas oublier de prélever seulement 6 mL d'extrait aqueux pour la caractérisation. Ne pas prendre tout l'extrait !

On a alors dĂ©butĂ© la mesure de l'absorbance de la banane avec 6 mL d'extrait, oĂč l'on a ajoutĂ© les 20 mL de AgNO3. On a rĂ©alisĂ© une mesure d'absorbance. Par manque de temps, on a laissĂ© notre solution dans un rĂ©cipient sombre que l’on a mis au placard.

Pour la prochaine fois, refaire la solution aqueuse de peau de clémentine. Prévoir le chauffage (de 20 mins à 50°C), les 7,5 mL de solution d'amidon et les 20 mL de AgNO3.
Si on est Ă  plusieurs, en parallĂšle du chauffage de 20 mins, faire les mesures d'absorbance ET de pH pour les peaux de banane.
Pour faire la caractérisation de la clémentine, ne pas oublier de ne prélever QUE 6 mL d'extrait aqueux.

Vendredi 24 mars 2023

≈2h

On a commencĂ© par prĂ©lever 0.2g de clĂ©mentine que l’on a versĂ© dans un bĂ©cher contenant 50mL d’eau distillĂ©e. AprĂšs 20 mins de chauffage Ă  50°C, on a laissĂ© refroidir et filtrĂ© avec un filtre Ă  cafĂ©.

On a prĂ©parĂ© une solution d’amidon, avec 0.382g d’amidon soluble et 7.5mL d’eau distillĂ©e.

On a souhaitĂ© faire l’ATR de nos nanoparticules d’argent Ă  partir de l'extrait de peau d'orange qu'on avait laissĂ© sĂ©cher depuis la sĂ©ance prĂ©cĂ©dente. Cependant, dans nos tubes, on avait vraiment eu peu de produits, lors de notre analyse en IR, il n'y avait pas assez de nanoparticules pour recouvrir le diamant du spectromĂštre IR. Ainsi, on peut tout de mĂȘme conclure que la synthĂšse a marchĂ© grĂące Ă  notre caractĂ©risation par UV. Mais nous n'avons aucune certitude sur la 'vĂ©racitĂ©' de notre produit qu'on a formĂ©, pour cela une caractĂ©risation sous rayon X serait pertinente pour pouvoir comparer nos rĂ©sultats avec ceux prĂ©sentĂ©s sur l'article. En effet, on ne peut dĂ©terminer si ce produit correspond bel et bien Ă  nos nanoparticules d'argent qu'on souhaitait synthĂ©tiser qu'avec une caractĂ©risation UV, puisque la couleur observĂ©e peut ĂȘtre Ă©galement due Ă  la prĂ©sence de d'autres Ă©lĂ©ments.

De plus, on a souhaitĂ© faire les mesures d’absorbance pour les peaux de banane. Cependant, notre solution est devenue noire, sĂ»rement dĂ» Ă  une rĂ©action d’oxydation depuis la derniĂšre sĂ©ance (temps de rĂ©action trop long - presque 2 semaines). Ainsi, on n’a pas pu rĂ©aliser nos mesures car on s'attendait Ă  obtenir une solution jaune aprĂšs ajout de AgNO3, comme prĂ©sentĂ© dans l'article.

Pour finir, on a alors prĂ©levĂ© 6mL d’extrait de clĂ©mentine, oĂč on ajoute la solution d’amidon, les 20 mL d’AgNO3 pour rĂ©aliser nos mesures d’absorbance ( clĂ©mentine seule, clĂ©mentine-amidon, clĂ©mentine-amidon-AgNO3,...)

Ecrire le suivi du KOH : 

- 1 mL de KOH → pH ≈ 9
- 2 mL de KOH → pH ≈ 10
- 3 mL de KOH → pH ≈ 10
- 4 mL de KOH → pH ≈ 12

Pour la prochaine fois, faire les centrifugations, les diffĂ©rents lavages pour la clĂ©mentine. Peut-ĂȘtre recommencer l'expĂ©rience de la banane en fonction du temps restant. 

Lundi 27 mars 2023

Pour la solution de clémentine, on a préparé 3 tubes de centrifugation de 15mL -> 18,48g dans chaque tube.
Equilibration avec de l'eau dans un quatriÚme tube. On peut alors procéder aux différentes étapes de lavage.

Notre surnageant est noir. On a ensuite réalisé un lavage à l'eau avec un nouveau programme : 10 000 rtm pendant 15min à 20°C. Le surnageant est de couleur roux. On lave à présent à l'acétone. On a souhaité relaver à l'acétone pour avoir un meilleur lavage.

En parallÚle, on a retenté notre caractérisation UV avec la peau de banane en utilisant 6mL d'extrait de peau de banane, 20 mL d'AgNO3, et du KOH.

Le pH initial était de 5. 
Suivi du KOH : 
- 1 mL de KOH → pH ≈ 14
On a alors arrĂȘtĂ© l'expĂ©rience, notre pH Ă©tait dĂ©jĂ  trop basique. On a supposĂ© que le KOH Ă©tait trop concentrĂ©. La couleur initialement jaune de notre extrait de banane avec l'AgNO3 est devenue noire aprĂšs ajout de KOH. 

On passe ainsi notre solution à la centrifugeuse pour 10 000 rtm pendant 15 mins à 20°C . Puis on réalise un lavage à l'eau de nos tubes pour la banane.

On a changé nos paramÚtres car nos nanoparticules sont trop légÚres, nécessitant ainsi plus de puissance pour centrifuger. De plus, on a perdu beaucoup de produit car nos surnageants étaient foncés.

On a finalement préparer des boites de pétri pour l'extrait de clémentine. Permettant le séchage de nos particules sous la hotte.

A faire prochainement, la centrifugation avec l'acétone pour la banane puis boite de pétri pour banane. Les tubes sont laissés dépourvu d'acétone sur notre paillasse. Faudra ajouter acétone. 

Lundi 3 avril

On a commencĂ© par ajouter de l'acĂ©tone dans nos tubes de centrifugation. (masse de nos tubes ≈ 18.17g). On laisse centrifuger Ă  10 000 rtm pendant 15 mins Ă  20°C. 

Pendant la centrifugation, on réalise l'infrarouge ATR de notre produit de clémentine. 

Vendredi 7 avril Dans la suite, nous avons appliquĂ© le mĂȘme protocole mais avec de l'eau au lieu de l'extrait aqueux.

PrélÚvement des mesures UV, au bout de 2 mL de KOH (2M), la solution a atteint un pH de 14. 

On a introduit le mĂ©lange dans 3 tubes pour centrifuger Ă  15000 rpm pendant 15min Ă  tempĂ©rature ambiante. Ensuite on a utilisĂ© le mĂȘme programme pour procĂ©der aux lavages Ă  l'eau et l'acĂ©tone. Ne pas oublier de secouer Ă  chaque lavage et s'assurer que les tubes font chacun le mĂȘme poids. 

Laisser sécher à T°ambiante dans une boite de pétri sous hotte et caractérisation ensuite par FTIR ATR.

Résultats

D'aprĂšs notre bibliographie, on devrait observer en UV une augmentation progressive de l'absorbance Ă  404 nm Âč, ce qui indiquerait la formation des nanoparticules d'argent. Nous n'avons pas rĂ©ussi Ă  observer cela, ce qui peut ĂȘtre dĂ» Ă  la prĂ©sence d'impuretĂ©s, la solution de KOH trop concentrĂ©e ou encore le prĂ©lĂšvement d'un volume assez faible de nitrate d'argent peu concentrĂ©. Un rĂ©sultat plutĂŽt favorable, avec une augmentation progressive de l'absorbance, est observĂ© dans le cas de la peau de clĂ©mentine. Les spectres IR sont diffĂ©rents de la littĂ©rature, et nous n'observons aucun pic qui serait caractĂ©ristique Ă  une vibration de liaison impliquĂ©e dans les AgNPs.

Pour compléter cette étude, il serait intéressant de réaliser :

Conclusion

Il est difficile de caractériser les particules d'Argent avec des outils simples et accessibles. Les caractérisations effectuées ne nous permettent pas de confirmer si nous avions bien synthétisé des AgNPs. La synthÚse est complexe avec un rendement faible. L'utilisation de métaux lourds nécessite une filtration laborieuse pour récupérer les métaux.

Les risques sanitaires et environnementaux associĂ©s Ă  ces nanoparticules sont Ă©galement Ă©normes : des travaux montrent que ces nanoparticules sont particuliĂšrement nĂ©fastes pour les animaux aquatiques et terrestres, de plus les Ă©tudes sur la dangerositĂ© de ce matĂ©riau pour la peau sont encore insuffisantes⁔. Le prix est aussi non nĂ©gligeable, la solution de AgNO₃ est trĂšs coĂ»teuse.

La part des contraintes est plus importante que les bĂ©nĂ©fices, elles doivent ĂȘtre prises en compte lors de notre synthĂšse. La valorisation des dĂ©chets est certes intĂ©ressante mais l'utilisation de l'argent contrebalance cette idĂ©e de synthĂšse de AgNPs Ă  partir de peaux de fruits.

Sources

(1) Konwarh, R.; Gogoi, B.; Philip, R.; Laskar, M. A.; Karak, N. Biomimetic Preparation of Polymer-Supported Free Radical Scavenging, Cytocompatible and Antimicrobial “Green” Silver Nanoparticles Using Aqueous Extract of Citrus Sinensis Peel. Colloids Surf. B Biointerfaces 2011, 84 (2), 338–345. https://doi.org/10.1016/j.colsurfb.2011.01.024.

(2) Paiva-Santos, A. C.; Herdade, A. M.; Guerra, C.; Peixoto, D.; Pereira-Silva, M.; Zeinali, M.; Mascarenhas-Melo, F.; Paranhos, A.; Veiga, F. Plant-Mediated Green Synthesis of Metal-Based Nanoparticles for Dermopharmaceutical and Cosmetic Applications. Int. J. Pharm. 2021, 597, 120311. https://doi.org/10.1016/j.ijpharm.2021.120311.

(3) Ecocentric. Radicaux libres, vieillissement de la peau & cosmétique. Ecocentric. http://www.ecocentric.fr/blog/index/billet/13505_radicaux-libres-antioxydants-cosmetique (accessed 2023-04-10).

(4) Silver turns bacteria into deadly zombies. https://www.science.org/content/article/silver-turns-bacteria-deadly-zombies (accessed 2023-04-10). (5) Exposition aux nanoparticules d’argent : mise Ă  jour des connaissances. Anses - Agence nationale de sĂ©curitĂ© sanitaire de l’alimentation, de l’environnement et du travail. https://www.anses.fr/fr/content/exposition-aux-nanoparticules-d%E2%80%99argent-mise-%C3%A0-jour-des-connaissances (accessed 2023-04-07).

(5) Exposition aux nanoparticules d’argent : mise Ă  jour des connaissances. Anses - Agence nationale de sĂ©curitĂ© sanitaire de l’alimentation, de l’environnement et du travail. https://www.anses.fr/fr/content/exposition-aux-nanoparticules-d%E2%80%99argent-mise-%C3%A0-jour-des-connaissances (accessed 2023-04-07).

https://doi.org/10.1016/j.colsurfb.2011.01.024

https://doi.org/10.1016/j.colsurfa.2010.07.024