Valorisation nutritionnelle des déchets alimentaires

FLIEG FLORIAN : Florian.Flieg068@orange.fr
MADA Amira : amiramada01@gmail.com
DIAKHABY DIENABA : diakhabydienaba13@gmail.com
MOHAMMAD HOSSEIN POUR BANAFSHEH : Banafshehmhp@gmail.com

IntituléIntitulé: Poudre de peaux de bananes

Contexte

• Alternative sans gluten (cible primaire).  
• Alternative saine pour l'alimentation (cible secondaire).
• Alternative ééco-responsable pour les personnes soucieuses de l'environnement (cible tertiaire).

=> ÀÀ destination de toutes classes sociales. 

ProbléProblématique

Comment donner une seconde vie àà nos éépluchures de bananes ? 

Objectif 

• CréCréer un projet innovant multi-usages àà destination des personnes intoléintolérantes au gluten.
• Valoriser des dédéchets alimentaires (peaux de bananes).

Mode opéopératoire

Protocole prépréliminaire de transformation en poudre:

Utilisation de deux processus de séséchage diffédifférents afin d'effectuer une comparaison pour optimiser le rapport temps/tempétempérature et prépréserver la qualitéqualité de notre produit àà moindre coûcoûts.

• SéSéchage : Four.
• Lyophilisation : Lyophilisateur.

Analyses:

• Mesure de l'AW : Appareil Rotronic (logiciel Aw Quick).
• Mesure de l'humiditéhumidité : Balance de préprécision.
• Mesure du pH : pH mèmètre.
• DéDénombrements des mesures et moisissures.
• DéDénombrements des germes totaux.
• Mesure des glucides.
• Mesure des protéprotéines.
• Mesure du contenu en fibres.

Date : Lundi 25 Novembre 2024 ; Heure : 14h –– 17h30

Lieu : FabLab 

Compte rendu des manipulations :        Valorisation des dédéchets alimentaires "peaux de bananes en poudre"

Mise au point du matématériel du laboratoire et validation des protocoles :

- AccèAccès au laboratoire.

- Identification du matématériel et de la matièmatière premièpremière.

- Etablissement du protocole.

- PréPréparation du matématériel et de la matièmatière premièpremière. 

I- RéRéduction des éépluchures en poudre

DéDébut du travail :

• StéStérilisation du matématériel. 
• PréPréparation des éépluchures de banane. (Figure 1)
• DéDécoupage des éépluchures de banane et dressage sur de l’l’aluminium alimentaire. (Figure 2)
• SéSéchage au four àà haute tempétempérature pendant 2h àà 65 C°C°. (Figure 3)
• Broyage des peaux de banane séchéséchées àà l’l’aide d’d’un mortier
• Tamisage de la poudre pour ééliminer toutes particules.
•  Codification des ééchantillons.

Figure 1 : Peaux sur plaque d'aluminium

Figure 2 : Peaux découpédécoupées (prépré-séséchage)

Figure 3 : Four XUEII2 utiliséutilisé (65°65°C)

RéRésultats des manipulations :

°Aprè°Après 2h de séséchage => peaux légèlégèrement humides, brunies (Figure 4). Odeur conservéconservée.

Figure 4 : Peaux post séséchage (2h)

Conclusion => Poursuite du séséchage sur la nuit àà 65C°65C°

Date : Mardi 26 Novembre 2024 ; Heure : 9H50 –– 10H10

Lieu : FabLab 

°Aprè°Après 16h30 de séséchage => de 17h30 jusqu'àà 10H

Remarques: - Peaux sèsèches, brunies (Figure 5).

                     - Odeur conservéconservée.

Figure 5 : peaux post séséchage (16h30)

Date : Mardi 26 Novembre 2024 ; Heure : 14H –– 18H

Lieu : FabLab 

• Broyage des peaux de banane séchéséchées àà l’l’aide d’d’un mortier ( Figure 6 )
• Tamisage de la poudre pour ééliminer toutes particules.
• Codification des ééchantillons.

Figure 6 : Broyage des peaux de banane avec un mortier

Figure 7 : PeséPesée de la poudre de peaux de banane obtenue

II-Tests physico-chimiques 

Figure 8 : Mesure du taux d'humiditéhumidité de la poudre de banane

Calcul du taux d'humiditéhumidité de la poudre de bananes : 5%

Poids de la poudre avant 4.21g et aprèaprès 4.01g pour 110°110°C

Date : Mercredi 27 novembre 2024 ; Heure : 14H –– 18H

Lieu : FabLab 

- Mesure de l'AW et du pH du Test n°n°1

- Lancement d'un nouveau processus de séséchage Test n°n°2

• Lavage des peaux dans de l'eau salésalée (50g de sel) pendant 10 minutes.
• PeséPesée des peaux prépré-séséchage (279,44g).
• Mise sur grille et séséchage àà 65°65°C pendant 17h.

Peaux séchéséchées aprèaprès 17h àà 65°65°C

Date : Jeudi 28 novembre 2024 ; Heure : 10H –– 12H

Lieu : FabLab 

RéRéduction en poudre du 2nd séséchage 

• Broyage des peaux de banane séchéséchées àà l’l’aide d’d’un mixeur
• Tamisage de la poudre pour ééliminer toutes particules. (0,25mm) (mettre photo)
• Codification des ééchantillons.

                        Mixeur et tamis

• PeséPesée de la poudre 
• PeséPesée des dédéchets non tamisétamisés

Mesure du taux d'humiditéhumidité de la poudre de banane (2è2ème ééchantillon)

• PeséPesée de l'ééchantillon (3,01g)
• Mesure de l'humiditéhumidité (dessiccateur OHAUS)
• PeséPesée de l'ééchantillon déshumidifiédéshumidifié (2,90g) 

=> HumiditéHumidité dans l'ééchantillon = 3,01 - 2,90 = 0,11g

                      Poids prépré dessiccation                                                                                                Poids post dessiccation

Mesure de l'activitéactivité de l'eau :

PeséPesée de l'ééchantillon (1g)

=> ActivitéActivité de l'eau = 0,320 AW 

Mesure du pH:

• 5g de poudre diluédilués dans 50 mL d'eau

=> pH = 5,83

Date : Jeudi 28 novembre 2024 ; Heure : 14H –– 17H

Lieu : FabLab 

PréPréparation des milieux de culture bactébactériens :

°°Milieu PCA : dédénombrement des germes totaux: 200mL

• Tryptone : 1 g
• Extrait de levures : 0,5g
• D-Glucose : 0,25g
• Agar : 3g
• QSP 200 mL eau distillédistillée

°°Milieu Sabouraud chloramphéchloramphénicol : dédénombrement de levures et moisissures : 200mL

• Peptone : 2g
• D-Glucose : 4g
• ChloramphéChloramphénicol : 0,5g
• Agar : 3g
• QSP 200 mL eau distillédistillée

PréPréparation et pesage :

                         

Mettre en autoclavage pendant 1h30

Date : Mardi 03 DéDécembre 2024 ; Heure : 14H –– 17H

Lieu : FabLab 

Lancement d'un nouveau séséchage 4Kg de bananes

          

         

        

Date : Mercredi 04 DéDécembre 2024 ; Heure : 

Lieu : FabLab 

Broyage tamisage et pesage de la poudre

   

         

     

Date : Jeudi 05 DéDécembre 2024 ; Heure : 

Lieu : FabLab 

Analyse des protéprotéines

        

   

       

Date : Vendredi 06 DéDécembre 2024 ; Heure : 

Lieu : FabLab 

Refaire l'analyse des protéprotéines

  

     

     

                                      

                 

Date : Lundi 09 DéDécembre 2024 ; Heure : 

Lieu : FabLab 

rePrérePréparation des milieux

              

Date : Mardi 10 DéDécembre 2024 ; Heure : 

Lieu : FabLab 

Milieux + éécoulement

Date : Mercredi 11 DéDécembre 2024 ; Heure : 

Lieu : FabLab 

Fibres fail + lecture PCA du 9 dédécembre

Date : Jeudi 12 DéDécembre 2024 ; Heure : 

Lieu : FabLab 

Refaire Fibres + Lancer calcification + reprérepréparer les milieux

Date : Vendredi 13 DéDécembre 2024 ; Heure : 

Lieu : FabLab 

Refaire les milieux + éécoulement + lecture cendres

Date : Lundi 16 DéDécembre 2024 ; Heure : 

Lieu : FabLab 

lecture microbio + glucides prépréparation du NaOH et HCl pour la colorimécolorimétrie 

Date : Mercredi 18 DéDécembre 2024 ; Heure : 

Lieu : FabLab 

PréPréparation DNS et dilutions glucose

Date : Jeudi 19 DéDécembre 2024 ; Heure : 

Lieu : FabLab 

refaire DNS + lecture spectro 

Date : Vendredi 20 DéDécembre 2024 ; Heure : 

Lieu : FabLab 

Analyse des glucides 

- MéMéthode colorimécolorimétrique

Date : Mercredi 08 Janvier 2025; Heure : 

Lieu : FabLab 

Mise au point sur l'analyse des glucides et antioxydants

Date : Lundi 13 Janvier 2025; Heure : 

Lieu : FabLab 

Analyse des glucides

MéMéthode colorimécolorimétrique

Date : Mardi 14 Janvier 2025; Heure : 

Lieu : FabLab 

Analyse des glucides

1. Préparation de l’échantillon :

1. Peser 1 g de poudre de peau de banane dans un bécher ou tube à essai.
2. Ajouter 100 mL d’eau distillée.
3. Homogénéiser la solution.
4. Chauffer au bain-marie à 100 °C pendant 30 minutes pour extraire les glucides.

2. Hydrolyse acide (si les glucides sont complexes) :

1. Ajouter 1 mL d’acide chlorhydrique (HCl, 6M) ou 1 mL d’acide sulfurique dilué (30 %).
2. Chauffer à 100 °C pendant 30 minutes.
3. Laisser refroidir, puis neutraliser avec une solution de NaOH 6M (ajouter goutte à goutte jusqu’à pH neutre).
4. Diluer jusqu’à un volume final de 10 mL avec de l’eau distillée.

3. Réaction avec le phénol-acide dilué :

1. Prélever 1 mL de l’échantillon dilué dans un tube à essai.
2. Ajouter 1 mL de solution de phénol à 5 %.
3. Ajouter lentement 5 mL d’acide sulfurique dilué (30 %) ou d’acide chlorhydrique dilué (6M). Versez doucement pour éviter une surchauffe.
4. Agiter vigoureusement pour bien mélanger.
5. Laisser refroidir à température ambiante pendant 10 minutes.

4. Lecture de l’absorbance :

1. Mesurer l’absorbance à 490 et 540 nm avec un spectrophotomètre.
2. Si le spectrophotomètre n’est pas disponible, comparer visuellement la coloration avec les standards de glucose préparé

5. Préparation d’une gamme étalon :

1. Préparer des solutions de glucose standard dans une gamme de concentrations (Tableau 3)
2. Traiter chaque solution standard selon les étapes 3 et 4.
3. Construire une courbe d’étalonnage en traçant l’absorbance en fonction de la concentration de glucose.

4.     Tableau 3 : Concentration glucidique pour gamme étalon

 

[Glucides] mg/L	0	20	40	60	80	100
Volume N-1 (mL)	0	0,2	0,4	0,6	0,8	1
Volume d’eau distillée (mL)	10	9,8	9,6	9,4	9,2	9

 

6. Calcul de la concentration en glucides totaux :

1. Utiliser la courbe d’étalonnage pour déterminer la concentration en glucides de votre échantillon.
2. Exprimer le résultat en mg de glucides par g de poudre de peau de banane.

Dilution Chromato

Date : Mercredi 15 Janvier 2025; Heure : 

Lieu : FabLab 

Analyse des antioxydants

Préparation de l’échantillon :

a.     CCM Pesée de l’échantillon en poudre

• Prélevez 1 g d'échantillon en poudre (par exemple, une poudre sèche obtenue par lyophilisation ou séchage de kombucha).

b.     Extraction avec solvant

• Ajoutez 15 mL de solvant d'extraction (éther éthylique) à l'échantillon en poudre dans un bécher.
• Mélangez le tout à l’aide d’un agitateur magnétique pendant 5 à 10 minutes pour bien dissoudre les composés phénoliques présents dans la poudre.

c.      Filtration

• Filtrez le mélange pour éliminer les particules solides non dissoutes (papier filtre ou centrifugation).

d.     Transfert dans un entonnoir de séparation

• Versez le filtrat dans un entonnoir de séparation.
• Ajoutez à nouveau 15 mL d’éther éthylique pour assurer une meilleure extraction des composés phénoliques.

e.      Séparation des phases

• Secouez doucement l'entonnoir de séparation pendant 5 minutes, puis laissez reposer pour permettre aux deux phases (aqueuse et organique) de se séparer.
• Récupérez la phase organique (couche d’éther) dans un ballon jaugé.

f.       Concentration de l’échantillon

• Vaporisez la phase organique (couche d’éther) à l’aide d’un évaporateur rotatif ou en utilisant un bain-marie à une température contrôlée (environ 40°C) jusqu'à ce qu'il reste 1 mL de solution concentrée.

g.      Préparation pour la TLC

• Utilisez cette solution concentrée pour réaliser votre dépôt sur la plaque de silice TLC.

Préparation des standards :

            Nous disposons de divers types de standards (épicatéchine, quercétine, L-dopamine, ß-carotène, riboflavine). Pour chaque standard, on suit le protocole suivant.

°Prélever 10mg de standard sous forme de poudre

°Diluer la poudre dans 1ml d’eau distillée

 

Préparation de l’éluant : pour épicatéchine, quercétine

°Mélanger 50mL de chloroforme, 40mL d’acétate éthyle et 10mL d’acide formique (99%)

°Pour un volume final de 100mL rapport (5 ;4 ;1 v ; v ; v)

 

Préparation de l’éluant : pour L-dopamine, ß-carotène, riboflavine

°Mélanger 90ml de chloroforme à 10mL de méthanol

°Pour un volume final de 100mL rapport (9 ;1 v ; v)

 

Mise sur plaque et CCM (chromatographie sur couche mince) :

°Disposer sur une plaque en verre couverte de silice une goutte de chaque échantillon (poudre de peaux et standards)°Laisser sécher et répéter l’étape 3 fois

°Disposer la plaque dans une cuve CCM

°Ajouter l’éluant et laisser migrer 20/30 min

°Après migration, révéler aux UV selon l’antioxydant étudié (épicatéchine, L-dopamine incolores)

 

Date : Vendredi 17 Janvier 2025; Heure : 

Lieu : FabLab 

Analyse des antioxydants : riboflavine, ß-carotène, dopamine

CCM