Groupe 5 : FLOC'VERT: Capturer le plastique imperceptible présent dans nos eaux, à l'aide de polymères biosourcés.

Nos coordonnées

KUNARATNAM Sarugan : sarugan.kunaratnam@etu.sorbonne-universite.fr

Anaïs TREGUIER : anais.treguier@etu.sorbonne-universite.fr 

Janani  THIAGAMOORTHY : janani.thiagamoorthy@etu.sorbonne-universite.fr

NGUYEN Phuong Nga : phuong_nga.nguyen@etu.sorbonne-universite.fr 

Introduction

Date de début : 20/02/2026

Date de fin estimée : 15/05/2026

Objectifs :

Développer et optimiser un traitement de l'eau pour éliminer les microplastiques via la floculation par un polymère biosourcé : le chitosan.

Contexte :

On cherche à trouver un moyen efficace d'enlever les particules de microplastique dans l'eau qui pourrait remplacer les floculants conventionnels utilisés dans les stations d'épuration. Cette méthode serait aussi envisageable pour un kit de purification de l'eau.

Il s'agit ici d'une preuve de concept. On cherche à montrer que le chitosan, un polymère biosourcé, peut être utilisé pour capturer les particules de microsplastique dans l'eau via la floculation. Pour ce faire, on prépare des suspensions avec des quantités différentes de microparticules de polystyrène de tailles variées et on les fait floculer avec des solutions de concentrations variées en chitosan. On "dosera" le PS avant et après la floculation pour déterminer l'efficacité de cette méthode.

Matériaux / Outils / Machines

Verrerie :

• • • • Béchers (250 mL, 500 mL)
      • Eprouvettes graduées (100 mL, 250 mL)
      • Pipettes graduées
      • Erlenmeyers (250 mL, 1L)
      • Barreaux aimantés

Appareillage  :

• • • • Agitateur magnétique                                                 
      • pH-mètre étalonné / papier pH                                       
      • Balance                                                                                                   
      • Chronomètre                                                                                         
      • Plaque chauffante                                                                                   
      • Thermomètre 

Journal de bord

PS : polystyrène

20/02

Préparation des microparticules

Protocole

• • Broyer une dizaine de cuves UV-vis de PS à l'aide d'un broyeur/déchiqueteur
  • Récupérer les PS broyé dans un tube eppendorf
  • Tamiser avec les mèches #10, #18, et éventuellement #60 si on obtient des particules assez petites

Observations

• • Il restait beaucoup de PLA dans le broyeur et on n'arrivait pas à tout nettoyer. Notre PS était donc un peu "contaminé" par du PLA.
  • Les particules de PS restaient assez grosses. On aurait besoin d'une autre méthode pour obtenir des particules plus fines.

25/02

Flottation pour essayer d'enlever les impuretés (PLA, terre issus du broyeur et des tamis)

Protocole

• • Préparer une solution de sel d'environ 130 g/L dans un bécher
  • Ajouter du PS broyé petit à petit dans le bécher contenant la solution
  • Laisser agiter pendant environ 3 minutes
  • Arrêter l'agitation et laisser déposer tout ce qui n'est pas du PS
  • Récupérer le PS à la surface de la solution, rincer et laisser sécher

Observations

• • On risque de perdre les plus petites particules de PS
  • Ce n'est au final pas trop grave d'avoir d'autres contaminants tant qu'on ait principalement du PS, l'essentiel est de pouvoir observer la floculation. 

20/03

Broyage du PS avec un moulin à café.

On obtient bien des particules plus fines, mais un peu contaminées par la rouille du moulin malgré le nettoyage.

On place un verre en-dessous du moulin pour récupérer du PS qui sort.

Par la suite du broyage, nous avons tamisé les poudres avec les mèches #10, #18 et #60. Le tube A correspond au #60, le tube B correspond au #18 et le tube C correspond au #10.

01/04

Pour les protocoles (en particulier pour la préparation de l'eau contaminée au PS), nous ne sommes pas sûrs des quantités (nous avons tiré ces quantités de la littérature) :

Préparation de l'eau contaminée au PS : 

• Peser 0.625g de polystyrène broyé.
• Introduire dans 250 mL d'eau distillée (concentration 0,25 % m/v).
• Agiter pendant 10 minutes pour homogénéisation.

Préparation de la solution de chitosane (solution mère de 1 g/L) : 

• Préparer une solution d'acide acétique à 1 % (v/v) dans une fiole jaugée de 1L : 10 mL d'acide acétique glacial dans 990mL d’eau distillée.                                                                                                   
• Peser 1,0 g de chitosane.                                                                                                                                                     
• Ajouter progressivement le chitosane dans 1 L de solution acide sous agitation.                                                                 
• Agiter pendant 2 heures minimum (température ambiante).                                                                               
• Vérifiez le pH (doit être entre 4 et 5).                                                                                                                           
• Filtrer si nécessaire pour éliminer les particules non dissoutes.                                                                                   – Conservation au maximum 48h (normalement).               

02/04

Tailles estimées de particules selon le tamis :

#18 : 1000 μm ;  #60 : 250 μm ; #120 : 125 μm ; #230 : 63 μm 

Vérification des tailles de particules de PS au microscope.

On dépose une petite quantité d'échantillon à vérifier sur une lame propre (échantillon sec ou une goutte de suspension de PS). On utilise l'objectif x4 et l'objectif x10 pour observer les particules (oculaire x10). 

Pour déterminer la valeur réelle de la taille des particules, on note la valeur de mesure effectuée à la règle sur la projection de l'image de ce qu'on voit au microscope sur un écran d'ordinateur et on la divise par 40 ou 100 selon l'objectif utilisé.

Exemple avec l'objectif x4 (échantillon sec) :

Exemple : pour l'échantillon obtenu avec le tamis #60 :

3,2 cm / 40 = 0,08 cm = 800 μm

1 cm / 40 = 250 μm

6 cm /40 = 1500 μm

0,5 cm / 40 = 125 μm

5 cm /100 = 500 μm

On remarque que les tailles réelles des particules peuvent être plus grandes que celles estimées par les mèches.

03/04

On a préparé une nouvelle suspension avec 1,127 g de PS obtenu après le tamisage avec la mèche #120 et non tamisé avec le #230. (On aurait dû utiliser un échantillon de PS #230 pour obtenir des particules plus fines et de tailles plus homogène.)

On a aussi essayé de doser/quantifier le PS en suspension à l'aide de la spectrophotométrie UV-vis et avec un hématimètre Malassez. 

Fiche technique - Cellule de Malassez

On a rencontré certaines difficultés réalisant le dosage UV-vis et avec la cellule de Malassez :

UV-vis

• Les particules se déposent au cours du temps au fond de la cuve même si les particules les plus fines restent en suspension. On devrait effectuer les mesures rapidement après l'arrêt d'agitation de la suspension. Les mesures risquent donc de manquer de précision. 
• Les 2 suspensions jusqu'ici préparées absorbent vers 220 nm. La suspension plus "concentrée" en PS absorbe moins que l'autre. Cela souligne notamment la difficulté de lier la quantité de PS en solution avec la valeur de l'absorbance de ce polymère dans les spectres (on ne pourra pas appliquer la loi de Beer-Lambert). 
• Par ailleurs, la masse de PS prélevée pour préparer la suspension ne permet pas de prendre en compte la dispersité des tailles des particules.

Malassez  

• On avait du mal à retrouver les grilles de la cellule de Malassez.
• Nos particules sont trop grosses pour cette méthode. Une particule peut couvrir tout un carreau. Quand on fait la mise au point pour voir les grilles, on est obligé de négliger les plus grosses particules.

10/04

On a broyé et tamisé davantage nos échantillons de PS.

On a pu fixer une méthode plus précise et efficace pour quantifier le PS en suspension : l'hématomètre de Nageotte.

Son principe ressemble beaucoup à la technique de Malassez, mais permet de dénombrer les particules plus grandes. Cette méthode nous permet de dénombrer les particules en fonction de leur taille plus facilement.

Mode opératoire - Cellule de Nageotte

13/04

Comptage avant floculation :

On compte les particules en suspension dans l'eau avant d'ajouter le chitosane. Ça nous donne la concentration initiale de microplastiques.

Comptage avant floculation juste après agitation :

On refait un comptage immédiatement après l'agitation, sans ajouter le chitosane. Ça permet de voir si les particules se sont bien dispersés dans la solution aqueuse.

Comptage après floculation et décantation :

On compte après l'ajout de chitosane et après avoir laisser décanté. Ce qu'il reste en suspension, c'est ce que le chitosane n'a pas capturé.

Pourquoi ces trois comptages :

Comparer les trois comptages permet de mesurer l'efficacité du chitosane : combien de particules ont été agrégées, combien ont vraiment décanté.

Vérification de la masse moléculaire

Il faut vérifier la masse moléculaire du chitosane qu'on utilise. On pourra ensuite la comparer avec celle d'un nouveau lot de chitosane pour voir si les performances changent.

14/04

15/04